农学毕业论文--水稻和大麦耐盐性的比较基因组学研究.docx

水稻和大麦耐盐性的比较基因组学研究郭秋林（农学，3120100118）摘要：大麦（Hordeum vulgare L.）是最耐盐的禾本科作物之一，其野生种质中蕴含丰富的耐性基因资源，这些基因通过各种分子机制调控植株的耐盐性。然而，水稻是禾本科作物中耐盐差的物种之一。但大麦和水稻在基因组序列及其表达模式上具有高度相似性。这些基因往往较保守，在生长中具有功能显著性和等效性，称为共有基因，含有一些转录因子、酶家族、结构蛋白等，这些基因的作用可能与耐盐性相关。本实验选用以水稻日本晴(Oryza sativa subsp. Japonica)和西藏野生大麦XZ26（Hordeum vulgate subsp. spontaneum）为代表材料，用转录组测序寻找盐胁迫下大麦与水稻基因组中响应盐胁迫的共有基因和物种间特异表达基因，结合对应的耐盐表型与元素含量进行分析，初步探索大麦和水稻基因组与耐盐性的关系，从基因层面揭示大麦和水稻物种间耐盐的相关机理，为水稻耐盐性改良提供理论参考。关键词：盐胁迫；差异表达基因；表现型；元素含量; 转录组测序。Comparative genomics analysis of salt tolerance between rice and barleyQiu-lin Guo(Agronomy, 3120100118)Abstract: Among gramineous crops, barley (Hordeum vulgare L.) is one of the most salt-tolerant species, which contains rich resources of salt-tolerance genes regulating salt tolerance of plants in its wild germplasm. However, rice is salt sensitive. Barley and rice have high similarity in the genome sequences and the expression pattern of genes. These conservative genes in barley and rice (cBR genes) including transcription factors, enzyme families, structural proteins maintain the law of growth regulation, which playing important roles in salt tolerance. In this study, rice cultivar Nipponbare (Oryza sativa subsp. Japonica) and a Tibetan wild barley XZ26 (Hordeum vulgate subsp. Spontaneum) were selected for this research. The cBRs differently regulated in rice and barley under salt stress were identified through RNA-seq. Then the correlation between cBRs genes and salt tolerance in barley and rice was discussed, revealing the mechanism of salt tolerance between the two crops at the genome level, which could provide a valuable reference for improving and breeding in rice.Keywords: Salt stress; differentially expressed genes; phenotype; element content; RNA-seq.目 录1. 引言32. 研究背景综述3 2.1 大麦的耐盐机理3 2.2 大麦与水稻的耐盐性比较4 2.3 转录组及其测序技术（RNA-seq）43. 材料与方法43.1 实验材料53.2 植株处理与取样53.3 元素含量测定63.4 RNA提取与RNA-Seq分析63.5 数据分析84. 文献综述9 4.1 大麦和水稻耐盐性比较9 4.2 盐胁迫对大麦及水稻元素含量的影响10 4.3 盐胁迫下转录组分析145. 讨论22 5.1 响应基因的表达与耐盐性的关系22 5.2 大麦和水稻耐盐性差异的基因组层面的探讨23 5.3 研究展望及不足之处的改进23参考文献241. 引言土地盐渍化是全球农业生产所面临的严峻挑战之一，盐害的产生来源多种多样，最普遍的是植物蒸腾作用引发的地下矿质资源上升到土表，这一趋势随着全球变暖和精耕细作进一步加剧。目前，全球大约有8.31亿 hm2 的土地已受到盐渍化的威胁，而我国盐渍土面积约为3600万 hm2 3。盐害对植物的毒害作用主要有渗透抑制、矿质营养失调和离子毒害等2。水稻是我国种植面积最大、单产最高粮食作物，总产目前位居我国第二。作为主要粮食，稻米在全国居民粮食消费中占65以上。水稻的年种植面积约占全国粮食作物的30，总产量则要占40以上，建国以来，我国稻米生产有了较大的发展，总产量不断增加，为我国粮食生产做出了重大的贡献 3,29。耐盐性作为水稻品种改良方向之一，备受关注 6。水稻对于土壤盐分具有极大的敏感性，这严重威胁到了我国粮食供应，影响了农业生产，经济损失预计超过120亿 4-5。大麦是禾本科耐盐作物的代表之一，且资源分布与适应性广6。因此，研究大麦的耐盐性与水稻的盐敏感性可为揭示植物耐盐机理提供重要的参考和指导；对大麦耐盐相关基因组的研究及其与水稻的同源基因比较，将对克隆耐盐基因与培育耐盐水稻新品种提供重要的理论依据和技术支持。2. 研究背景综述2.1 大麦的耐盐机理大麦适应性广，耐盐性强，其野生抗逆种质资源丰富大麦作为一种耐盐作物 1。近年来，一些研究者对青藏高原一年生野生大麦开展了遗传多态性分析和干旱、酸铝及盐害等非生物胁迫耐性鉴定和优异种质的发掘，发现青藏高原一年生野生大麦具有丰富的遗传多态性和耐非生物胁迫的遗传变异 2,4。浙江大学大麦课题组从西藏野生大麦材料中鉴定到耐盐性具有明显差异的种质资源，如XZ16、XZ26、XZ169等，其中XZ26具有优异的耐盐性 3,23。普遍认为，渗透胁迫、离子毒害和次生胁迫是盐胁迫对植物造成危害的主要机制 1,2。如一些植物受盐胁迫时，Cl-的毒害作用往往表现在抑制植物的光合作用 6，而细胞中过多的Na+积累将导致离子失衡并产生特异性损伤。目前，渗透调节、离子平衡和抗氧化作用被认为是植物的主要耐盐机制 29。如植物在胁迫下产生大量的活性氧自由基（ROS），造成一系列次生胁迫，植物通过体内的抗氧化系统清除掉一部分的ROS，转基因植物实验研究中，过量表达抗氧化酶相关基因可增强转化植株对渗透和氧化胁迫的耐性 9。大麦耐盐机制涉及到多种生理途径与调节 2，最主要的是离子转运平衡，包括渗透调节的改善、根部Na+的摄入与Na+回流根际土壤的调节、木质部离子运输的调控、细胞中K+、Na+的置换与保留、细胞内Na+的区隔以及对氧化胁迫的耐受等 31。总体而言可被分为以下几方面：（1）Na+排出机制；（2）K+保留；（3）氧化胁迫耐性；（4）渗透调节 27,31。阐明各个机制的作用原理及其在大麦耐盐性上的相对作用，对于指导大麦及其它作物的耐盐性研究无疑具有重要的意义。2.2 大麦与水稻的耐盐性比较相比较而言，大麦与水稻大约在5000万到1亿年发生分化，具有相当悠久的历史，但在其基因组的构成乃至RNA修饰、蛋白结构乃至功能上仍然具有较高的相似性。基因若不受功能约束，其表达形式很容易变化，长久以来使萌发调节规律得以保持的水稻、大麦基因，表达序列与形式较恒定，在萌发中具有功能显著性和等效性，有较高的研究价值 23。此外，大麦中还存在特有的保守基因序列。鉴于大麦具有较强的耐盐性，而这从根本上又是由基因进行调控的，因而将耐盐性的差异划归为基因组的比较也是十分必要的。水稻栽培种的耐盐性普遍低于大麦，以水稻在盐处理下的生长状况作为参考指标，研究表明水稻幼苗期对盐碱较敏感，同一品种在发芽期和幼苗期的耐盐性存在一定差异，整个营养生长阶段，水稻耐盐性逐渐增强 5。此外，相关研究 17指出在盐碱胁迫下，水稻成熟期的株高和秆长不能很好地反映品种间耐盐性强弱，最佳取样期在分蘖期结束前，而单株分蘖数等是衡量水稻耐盐碱强弱的良好指标 4。相关研究表明，在检测到的大麦、水稻结构与功能基因中，同源数量达到57661个，大麦特有基因为4650个，即在漫长进化史中，大麦分化出少部分具有特异性的基因 2。而水稻与大麦在同源基因的蛋白质序列和表达形式上具有很高的相似性 23。基于同源基因组和大麦特异基因组的研究价值，分析特有基因在表达过程中的调控机理，比较同源基因调控差异，从中找出耐盐相关基因的可能性较高。这些基因组的分析以及文库制备等也能够成为耐盐水稻开发的一项技术储备。2.3 转录组及其测序技术（RNA-Seq）转录组是特定细胞或组织在特定时间或状态下转录出来的所有RNA的集合。通过对转录组的研究可以揭示生物体的基因表达、研究结构变异及发现新基因等。转录组分析的研究方法、研究平台发生着日新月异的变化，同时生物信息学分析的内容也在逐渐完善。分子生物学技术的快速发展极大地提高了人们对转录组(Transcriptome)的分析能力，特别是随着高通量测序技术的发展，RNA-Seq分析已经逐渐成为一种常用的实验手段 7。作为一种新的转录组研究手段，RNA-Seq利用新一代测序技术能够更为快速、准确地为人们提供更多的生物体转录信息，并在生物信息学分析等相关领域得以不断应用 10。3.材料与方法3.1实验材料本实验所用的水稻和大麦分别选取日本晴和西藏野生大麦XZ26作为实验材料。各取200粒左右具有活性的休眠种子。3.2 植株处理与取样3.2.1 种子萌发水稻种子发芽：取2个500mL的锥形瓶用去离子水洗净，各加入200mL蒸馏水，供试的的日本晴种子分别放入锥形瓶中，并标记名称，放入培养箱25饱和湿度进行暗室培养，每隔8小时换水一次，并注意轻摇混匀。48 h后，用同温去离子水冲洗一次，取2个发芽盒，标记水洗后，垫上3层用蒸馏水浸润的发芽纸，将种子均匀摆在发芽纸上，加蒸馏水至浸没。再另用滤纸加水浸湿，覆盖在发芽盒底部，发芽盒置于25培养箱中。恒温箱暗培养3 d，出芽后补光培养。大麦种子发芽：水稻种子播种7 d后进行大麦种子发芽。供试的XZ26种子用3% H2O2表面灭菌处理20 min，用去离子水冲洗4次后在发芽盒中发芽，播种方法同水稻种子。发芽盒放置在25的生长室中暗培养3 d，出芽后补光培养。3.2.2 苗期盐胁迫处理大麦发芽9天后，将水稻和大麦幼苗各自移栽到6个盛有营养液的6*8孔塑料黑箱（15 L）中进行水培，水稻、大麦各分为2个处理组与1个实验组。每处理（箱）各设置4 ´ 6 = 24个重复，每个重复取2粒发芽状况良好的种子在海绵固定下种1个孔。大麦的水培箱用气泵连续充气。所有处理在温室中培养，培养条件为光照14 h，黑暗10 h，昼夜温度设置为22/18，营养液pH控制在5.6左右。定期更换营养液，配方如表1，其中大麦使用的营养液编号H1到H6，水稻使用的营养液编号R1到R3及H1到H3 2。元素种类营养液编号化学成分浓度(g/L)每10L营养液用量(mL)大量元素（大麦）H1KNO310110Ca(NO3)2·4H2O236H2MgSO4·7H2O2464H3NH4H2PO41152微量元素H4H3BO31.851MnCl2·4H2O0.99(NH4)6Mo7O24·4H2O12.36ZnSO4·7H2O1.15H5CuSO4·5H2O0.251H6Fe()-EDTA42.11大量元素（水稻）R1KH2PO424.85R2MgSO4·7H2O134.85(NH4)2SO448.2R3KNO318.55Ca(NO3)2·4H2O86.4表1 水稻与大麦营养液配方水培8 d起进行盐胁迫处理，每个基因型的3组处理分别将营养液中NaCl的浓度设定为0 mM（对照）、100 mM（处理）、150 mM（处理）；所有营养液每3 d更换一次，加缓冲液以控制pH在6.0左右，实验组开始时NaCl浓度每次换营养液增加50mM，直到达到目标浓度，使植株逐渐去适应高盐环境。3.2.3 取样方法盐处理7 d（播种第33d）后对材料进行取样，取样品种为XZ26、日本晴，浓度为0mM、100mM，共4组处理。每组处理各收取生长状况最好的6个重复，每个重复分别剪取地上和地下共2部分，各自作为1个样本。地下部的根用自来水冲洗3 次，连续冲洗1 min，洗去吸附在根表面的离子，地上部剪去除生长状况不佳的老叶片。取样时就将6个重复先后分2批收取，每批随机3个重复。第一批样品，编号地上部S1-S12，地下部R1-R12，在80下烘干72 h称干物重，烘干后称重。烘干后的样品用于短期盐处理的金属元素含量测定。第二批样品同为3个样本，编号地上部S1-S12，地下部R1-R12，立即放于液氮冷冻烘干，-80保存备用于代谢含量测定（RNA-seq）2,31。3.3元素含量测定取样后，将地上部和地下部的第一批烘干后样品，研碎后称取重量。将样本加入试管，冷却后再加入10 ml HNO3:H2O（1:1），用试管加热器以160消煮约2h，直至消煮液只剩试管半球部分。用滤纸过滤，收集提取液并定容至20mL，保存于试管并标记。各样本Na、K、Ca、Mg、Cu、Fe、Mn和Zn离子含量用电感耦合等离子体发射光谱仪ICP-OES（iCAP 6000型号，美国赛默飞世尔科技公司）测定。3.4 RNA提取与RNA-Seq分析3.4.1 总RNA 提取将第二批样品送样，每组取液氮冷却后的样本约0.5g，其中地上部取第三完全展开叶，采用QIAGEN的RNeasy Plant Mini Kit(50)试剂盒提取总RNA，于-80冷库备用。3.4.2 mRNA分离和纯化通过两次纯化，使用结合有poly-T寡核苷酸的磁珠从总RNA中分离纯化出含有poly-A的mRNA 。步骤如下：确保总RNA起始量有1ug-5ug，加Nuclease free Water补齐到50ul；取15ul NEBNext Oligo d（T）25 beads到另一个新的PCR管中；取100ul 2X RNA Binding Buffer洗磁珠两次；往磁珠中加入50ul 2X RNA Binding Buffer和第一步中50ul RNA，吸打混匀；放入PCR仪，65 5min；当PCR仪的温度达到4时，就拿出PCR管，室温放置5min，使mRNA充分绑定到磁珠上；将PCR管放到磁珠板上2min，使已绑定到磁珠上的mRNA分离出来；吸走上清液，加入200ul Wash Buffer 洗掉未绑定的RNA；置于磁珠板上2min，吸走上清液，再洗一次；往磁珠中加入50ul Elution buffer ，吸打混匀；放入到PCR仪中，80 2min，25保存；当PCR仪温度达到25，立即拿出PCR管，往PCR管中加入50ul RNA Binding Buffer，吸打混匀；室温放置5min，使mRNA充分绑定到磁珠上；按以上步骤加200ul Wash Buffer洗两次；往磁珠中加入10ul Nuclease free Water混匀，置于PCR管中80 2min；立即将PCR管放到磁珠板上分离，等液体变澄清后，吸出6.75ul到新的PCR管中，即为mRNA。3.4.3 mRNA热打断 加入纯化后的的6.75ul mRNA、2ul First Strand Synthesis Reaction Buffer、0.5ul Random Primers， 混匀后放到PCR仪中，94 11min，时间一到立即拿出置于冰上。3.4.4 mRNA反转录往上一步结束的反应中加入0.25ul Murine RNase Inhibitor、0.5ul ProtoScript II Reverse Transcriptase，混匀后按以下程序进行反应合成第一条cDNA链： 25 10min 42 15min 70 15min 4 hold 往合成的第一条连中加入24ul Nuclease free water、4ul Second Strand Synthesis Reaction Buffer、2ul Second Strand Synthesis Enzyme Mix放到PCR仪中，16 1h ，热盖温度403.4.5 cDNA纯化（1）往上述结束的 ds cDNA中加入72ul(1.8x) AMPure XP beads（2）吸打混匀，室温放置5min（3）放置于磁珠板上，等液体变澄清（大约5min），小心吸除上清（4）往PCR管中加入200ul 80%的酒精，洗30s，吸除上清，洗两次（6）往已晾干的磁珠中加入30ul的Nuclease free Water，吸打混匀磁珠（7）将PCR管放到磁珠板上分离（8）等液体变澄清后，吸出27.75ul到新的PCR管中3.4.6 末端修复 通过切除或者补平3和5突出端，得到平末端。对5端磷酸化后，再对3' 端加A，使其能与下一步含有T的Adapter互补连接 加入1.5ul NEBNext End Prep Enzyme Mix、3.25ul NEBNext End Repair Reaction Buffer (10x)、27.75ul纯化后 ds cDNA，混匀后将PCR管放入PCR仪中，按以下程序运行： 20 30min 65 30min 保存于4 3.4.7 接头连接 在双链cDNA 片段上加上Adapter，使其能杂交到flow cell上 往末端修复结束的PCR管中加入7.5ul Blunt/TA Ligase Master Mix、1.25ul Diluted NEBNext Adaptor、1.25ul Nuclease free water，混匀后将PCR管放于PCR仪中，设置为20 15min，时间到立即加入1.5ul USER enzyme，混匀后放置于PCR仪中，设置为37 15min。3.4.8 磁珠筛选 用0.6x AMPure XP beads 抓取600bp以上的DNA片段，再用0.8x的浓度对600bp以下的DNA片段进行300bp以上片段的抓取，筛选出300-600bp的范围富集PCR，步骤如下：（1）往接头连接结束的PCR管中加入1.25ul Nuclease free Water ，补齐到45ul（2）加入27ul(0.6x)AMPure XP beads，吸打混匀，室温放置5min（3）放置于磁珠板上，等液体变澄清（大约5min），吸取上清到新的PCR管中（4）再次加入9ul AMPure XP beads，吸打混匀，室温放置5min（5）放置于磁珠板上，等液体变澄清（大约5min），吸除上清（6）往PCR管中加入200ul 80%的酒精，洗30s，吸除上清，洗两次（7）将PCR管放置于磁珠板上，打开盖子晾干，使其完全龟裂（大约5min）（8）往已晾干的磁珠中加入13ul的Nuclease free Water，吸打混匀磁珠（9）将PCR管放到磁珠板上分离（10）等液体变澄清后，吸出11.5ul到新的PCR管中3.4.9 PCR富集 PCR选择性的富集两端含有接头的DNA片段，放大 cDNA文库。向文库中引入检索引物以用于多样本测序。加入11.5ul筛选后的DNA片段 、12.5ul NEBNext High Fidelity 2x PCR Master Mix、0.5ul Index（X）Primer、0.5ul Universal PCR Primer，混匀放入PCR仪中，按以下程序进行： 预变性 98° 30s 1个循环 变性 98° 10s 退火 65° 30s 15个循环 延伸 72° 30s 终延伸 72° 5min 1个循环 保存 4° 3.4.10 胶回收纯化 用2%的琼脂糖凝胶进行电泳，切取350-450bp之间的片段，用QIAGEN胶回收试剂盒进行回收，剩余2ul用Qubit测RNA浓度。3.4.11 文库接头效率测定 使用Aglient Technologies 2100 Bioanalyzer仪器对每个文库进行条带大小的确定，然后再用KAPA的文库定量试剂盒进行文库接头效率的测定，以确保数据的准确性。3.5 数据分析采用Excel（Microsoft Office Excel 2013）进行相对干物重的计算，先用 t检验去除偏差值较大的样本组数，剩余数据求平均值。相对干物重=实验组平均干物重 对照组平均干物重对2个品种的实验组、对照组的各个元素含量的数据进行处理。按元素分类，计算均值、标准差，绘制图表。采用Blast2go 3.3软件对RNA-seq检测到的各品种地上部、根部及根部的mRNA序列文库进行检索及注释。计算表达上调或下调倍数（Fold change）。Fold Change=实验组平均表达量对照组平均表达量=X1+X2+X3Y1+Y2+Y3X1X3是实验组三个重复的表达量，日本晴：S1S3，R1R3，XZ26：S7S9，R7R9Y1Y3是实验组三个重复的表达量，日本晴：S4S6，R4R6，XZ26：S10S12，R10R12筛选出FDR0.001，相对表达Fold Change2或0.5的差异表达基因（mRNA序列），将同一基因表达出的转录组进行归纳，合并为单个基因，列出各品种各部位差异基因表。从差异基因表中选出水稻和大麦中具有高度序列相似性的共同表达基因，再从中选出在一对多或多对一中评估成绩较高的基因，列出共同差异基因表，以待进一步比较分析。4. 结果与分析4.1 大麦和水稻耐盐性比较图1 三种盐浓度处理下大麦与水稻表现型的差异如图1，与对照组相比，在100和150 mM 浓度的NaCl 处理条件下，大麦组、水稻组的生长情况均受到一定影响。图1为在盐处理7d取样时，各组的生长形态。对照组水稻生长状况良好，叶片正常呈现绿色、挺直；对照组大麦的生长状况良好，叶片宽大茂密，但基部老叶倒伏较严重，部分叶片有发黄，这与预期有所不符。在盐浓度100mM下，大麦总体长势与对照组相比变化不大，叶片疏密适宜，呈绿色，叶宽减小；而水稻组则开始呈现一定影响，主要表现在新叶生长速率减缓，老叶开始发黄，根系生长减缓，部分叶片叶尖下垂。150mM NaCl 处理下，大麦生长受到一定影响，但并不明显，仅生长速率稍减缓；与之相对，水稻所有品种的生长均受到严重影响，从株高来看，生长速率缓慢，部分植株基本停止生长，接近死亡，叶片窄小、蜷缩萎蔫。以XZ26和日本晴分别作为大麦、水稻的代表品种，第一次取样所测得干物重结果如表2。可见去除水分后与对照相比，XZ26和日本晴在100mM下干物重呈基本不变或减小趋势，由相对干物重可见变化幅度不大，大约在0.75至1.0之间，日本晴根部及XZ26地上部干物重对盐处理较为敏感。就整珠而言，高浓度盐含量时，XZ26的相对干物重随浓度增加减少更明显。表2 盐处理前后大麦与水稻根和地上部干物重比较编号“S”为地上部，“R”为根部，干物重为差异显著性分析后求求平均所得部位品种处理浓度干物重/g相对干物重地上部日本晴对照0.19650.958100mM0.1883XZ26对照0.15480.815100mM0.1261根部日本晴对照0.04610.757100mM0.0349XZ26对照0.04240.892100mM0.03784.2 盐胁迫对大麦及水稻元素含量的影响保持离子平衡是大麦的重要耐盐机制，也是作物正常生长的基本要素之一。在大致了解大麦与水稻主要品种的耐盐性差异后，即可测定它们对照组、100mM两个盐浓度水平的地下部和地上部的大量元素K、Ca、Na及微量元素Mg、Mn、Fe、Cu、Zn含量。从图2 和图3 中可以直观了解盐胁迫对大麦及水稻两个组织中元素含量的影响，其结果对该时期基因组功能及表达量变化等进一步研究具有参考价值。以日本晴和XZ26分别作为水稻和大麦的代表品种，选取盐处理后7d进行测定。盐处理后，日本晴、XZ26地上部、地下部的Na含量均显著上升，升至对照组的10-30倍，其中根部XZ26处理前为0.745mgg-1，与日本晴的0.725mgg-1接近，处理后上升至22.24mgg-1较之日本晴含量更高。而地上部情况则有所不同，处理前日本晴和XZ26分别为0.278mgg-1与0.284mgg-1非常接近，盐处理后XZ26上升至33.52mgg-1远低于日本晴的52.18mgg-1，两个品种的变化趋势与根部相反，说明大麦在高盐环境下，Na自根部到地上部的转运趋向于受到抑制，体现了大麦品种的离子平衡机制。日本晴、XZ26的地上部、根部在高盐环境下，K含量均显著下降，与Na含量变化呈现显著的负相关。其中日本晴根部由39.0mgg-1降至19.24mgg-1，为对照组的49%，降幅最显著，XZ26由68.10mgg-1降至52.1mgg-1，降幅仅23%；地上部日本晴K元素含量仅降至75%，由对照组的50.83mgg-1降至38.07mgg-1，XZ26与之相比，实验组62.76对比对照组100.78，降至62%，幅度更加明显，说明高盐环境对K的吸收产生了一定影响，并且日本晴在高盐环境下更趋向于将K元素输送到地上部，而XZ26趋向于保留在根部。两个品种的地上部、地下部的Ca含量在盐处理时发生不同程度的下降。其中对处理最不敏感的是日本晴的根部，实验组1.276mgg-1与对照组1.152mgg-1相比降幅10%，而XZ26根部由2.731mgg-1降至1.802mgg-1，降幅34%；与之相对的，地上部日本晴的实验组与对照组Ca含量分别为3.77mgg-1与5.36mgg-1，XZ26分别为3.84mgg-1与6.21mgg-1，盐处理后的Ca积累量二者相近，处理前XZ26有稍高的积累量，降幅分别为30%与38%，XZ26降幅仅仅稍大于日本晴，可见XZ26钙含量对盐处理更加敏感，而日本晴仅地上部积累量受到较大影响。微量元素方面，最值得关注的是Fe元素和Cu元素，与其他元素不同，它们的根部积累量显著高于地上部。未进行盐处理时，日本晴和XZ26根部的Fe积累量分别为0.235 mgg-1和0.822 mgg-1，大麦品种显著更高，而地上部含量分别为0.0872 mgg-1和0.0875 mgg-1，基本相同；盐处理时，日本晴根部和地上部Fe含量均一定程度的上升，分别为0.396 mgg-1和0.112 mgg-1，对照组的1.66和1.28倍，而XZ26根部和地上部Fe元素均下降，分别为0.642 mgg-1和0.0776 mgg-1，对照组的78%和89%，变化趋势相反。Cu浓度在地上部盐处理时均受到抑制，日本晴实验组0.0266 mgg-1与对照组0.0385 mgg-1相比仅为69%，XZ26实验组含量0.0097 mgg-1为对照组0.0122 mgg-1的80%；盐处理根部的Cu含量同样为抑制作用，且降幅显著，实验组0.0316 mgg-1仅为对照组0.0980 mgg-1的大约1/3，与之相对，日本晴的Cu含量小幅度上升，实验组0.465 mgg-1是对照组0.375的1.24倍。Mg含量在盐处理下变化趋势与Ca有所类似，日本晴根部基本未受到影响，100mM下Mg含量1.37 mgg-1与对照组1.36 mgg-1相比可视为不变，而XZ26也仅受到微小影响，实验组1.15 mgg-1与对照1.23 mgg-1相比达到93%；日本晴地上部分别为3.86 mgg-1与5.08 mgg-1，降幅24%，结合文献，表明Mg在由地下输送到地上部时受到一定影响，XZ26由2.44 mgg-1下降到实验组的2.03 mgg-1，对应降幅17%大于根部，但不及日本晴变化大。此外，日本晴、XZ26地上部和根部在盐胁迫下，Mn、Zn含量均发生不同幅度的下降，均为显著变化。在盐胁迫条件下，元素Na如此大幅度的上升，据猜测主要是由盐处理所引起，品种特异性的影响次之。资料表明 29水稻地上部叶片组织代谢对于Na含量比大麦更为敏感，而本次地上部RNA-seq主要材料就是叶片，印证了取材和分析结果的正确性。除Na外，元素含量显著上升的只有日本晴地上部与根部的Fe元素，日本晴地上部的Cu元素，其他均为下降或无明显变化。可见高盐环境对于水稻和大麦的大量元素吸收具都有明显的抑制作用，不利于生长发育；微量元素在盐胁迫下可能伴随更复杂的调控方式。根部Mg含量地上部Mg含量图2 盐处理前后大麦与水稻元素含量差异 浓度单位mgg-1地上部Fe含量根部Fe含量根部Cu含量根部Mn含量根部Zn含量地上部Cu含量地上部Mn含量地上部Zn含量根部Fe含量地上部Fe含量续图2 盐处理前后大麦与水稻元素含量差异 浓度单位mgg-14.3 盐胁迫下转录组分析4.3.1 差异表达基因调控初步分析：通过之前所分析的生长外观表型、金属元素含量变化等，已经能大致了解水稻、大麦代表品种存在一定的耐盐性差异。而RNA-seq结果表明水稻和大麦大多数基因在盐胁迫下进行了差异表达，且差异基因的调控状况也有所不同，主要表现在不同品种、不同部位的基因上调或下调数目不同。如图3所示 30，满足FDR0.001，Fold Change0.5或Fold Change2或含有表达量= 0（Fold change未知）的条件下，共筛选出地上部差异表达基因3371个，包含XZ26（大麦）187个，日本晴（水稻）3246个，地上部共同表达基因62个。有13和16个基因分别在所有品种中均上调和下调。共有基因中分别有3个和30个基因在XZ26中受到上调和下调，而在日本晴中调节方向相反。分别有36个和89个基因在日本晴中未被检测到，而在XZ26中分别上调和下调。有39个和119个基因分别仅在XZ26上调和下调，由共有差异基因和大麦特有基因的特殊性，初步推测其中含有耐盐基因。 地上部 根部图3 大麦与水稻盐处理下差异表达基因数的比较根部差异表达基因5326个，包含XZ26（大麦）606个，日本晴（水稻）4919个，根部共同表达基因199个。有43和60个基因分别在所有品种中均上调和下调。共有基因中分别有81个和15个基因在XZ26中上调和下调，而在日本晴中调整方向相反。分别有260个和147个基因在日本晴中未被检测到，而在XZ26中分别上调和下调。有341个和162个基因分别仅在XZ26上调和下调。同理猜测共有及大麦特有基因中有应对盐胁迫的成员。差异基因越多表明对盐胁迫越敏感，根部差异表达基因显著多于地上部，水稻差异表达基因显著多于大麦。基因下调是生理活动受到抑制的表现，大麦根部基因大多上调，地上部基因大多下调，水稻则相反。而非共有基因数目显著多于共有基因说明耐盐调控方式不同。4.3.2 大麦与水稻中共有的盐胁迫响应基因经过初步筛选得到地上部（表3）和地下部共有差异基因，结合Blast2go基因注释，将其归入不同的基因组，并根据其注释的功能与耐盐性之间的联系。由于软件原因，根部基因并未全部获得注释，无法进行统一，本实验仅就地上部基因进行了分析。蛋白质功能类似的基因被归为1个基因类。按作用对象筛分出A、B、C、D、E共5个基因类别。A类基因中共7个成员，蛋白含有结构域，通过直接与DNA、RNA结合的蛋白而直接起到调控作用，可参与多项生理反应。1、2、48号基因的蛋白属于WRKY转录因子家族，是含高度保守的核心氨基酸序列的质膜内在蛋白，在受到病原菌、损伤、盐害等胁迫因子诱导后表达，其锌指结构域能与DNA或RNA结合，调控并参与多项生理过程包括抗病、生长发育、修复损伤等方面 28。该基因组的这3个基因在XZ26中均下调，在日本晴均上调。16号的蛋白也在XZ26下调而在日本晴地上部显著上调，其属于VQ蛋白家族，含有VQ-motif保守序列。此外，35号锌指CCCH结构域蛋白是转录遏制物，抑制植物色素形成，通过调控GA和ABA的表达控制生长， XZ26和日本晴都上调。37号的蛋白属于螺旋-环-螺旋（HLH）DNA结构域家族，在两个品种中均发生下调。B类基因共含有6个成员，是参与激素合成或调控的酶。编号9对应蛋白为9-顺式-环氧类胡萝卜素加双氧酶，注释表明它是植物合成ABA的关键物质，在XZ26和日本晴中均上调，即促进ABA合成。编号27对应合成ACC氧化酶，主要功能是乙烯生物合成途径的限速酶，调控乙烯的生成速率，在日本晴和XZ26中表达均下调 15。44号对应合成小麦萌发素，该类激素与逆境刺激相关，而文献 11表明它是一类重要的胁迫响应蛋白，位于细胞外基质，使草酸分解生成H2O2，属于Cupin超家族成员，该基因在大麦中下调，水稻未知。49号参与调控FERONIA受体激酶，大麦中下调，水稻未知，该酶能正向调节生长素，抑制ABA信号转导及磷酸酶的失活，使植物生长趋向活跃；50号为脱落酸受体PYL4，与49号具有功能相似性，抑制ABA及磷酸酶失活，需在生长受抑制等胁迫环境下表达。57号为细胞分裂素-O-糖基转移酶，可以使CTK