动物生理学实验指导简.doc

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1、【精品文档】如有侵权，请联系网站删除，仅供学习与交流动物生理学实验指导简.精品文档.动物生理学实验指导教案动物生理学研究性实验的程序与基本要求动物生理学不仅是一门理论性很强的基础性学科，而且是实验性很强的学科，它的许多理论都来自科学实验结果。因此，在学生经过了一段时间的动物生理学理论的学习和一定的实验基本技术操作训练及经典性实验实践之后，进一步进行有关的动物生理学研究性实验的基本训练是非常必要的。通过实验设计、探索性实验过程，能使学生充分认识实验在科学理论产生和发展中的作用；培养学生的创新精神及观察和发现问题的能力；解决实际问题和分析、综合实验结果的能力；通过撰写研究性论文使学生学会用逻辑性语

2、言表达研究结果的能力；为今后独立进行科学研究打下良好的基础。实验一 实验技术与实验仪器一、动物生理学实验课程的教学目的 本课程旨在通过实验教学训练学生基本操作技能，培养其动手能力，并使学生通过该课程的学习与理论知识融会贯通；培养学生实事求是、严谨的科学作风和严密的科学逻辑思维方法，以及观察、分析、解决问题的综合能力。同时，通过学习实验课程中的新技术、新方法，使学生了解和掌握机能学科实验方法的更新和发展方向，启发学生在机能学科实验研究中的创新性思维。为培养学生的科学研究思维和科学研究能力奠定良好基础。二、学习动物生理学实验课程的要求 1做好实验前理论与操作准备 (1)熟悉相关理论知识，以明确相关

3、实验的设计目的、实验原理以及正确的实验结果。 (2)预习实验教材中拟进行的实验内容，掌握实验目的与原理，了解实验步骤及操作要点、注意事项等。 2以严谨的科学态度进行实验 (1)实验中严格按操作程序进行。实验小组各成员合理分工并密切合作，注意培养自己的动手能力与独立解决实验过程中的问题的能力。 (2)仔细、耐心观察实验现象，认真做好记录。主动联系理论思考、分析实验结果和各种实验现象。认真总结实验成败原因。培养实事求是的科学作风。 (3)所进行的实验结果均应完整记录。整理分析其结果后书写出实验报告。三、实验结果的记录方法与实验报告的书写要求 1实验结果表示方法 (1)图形表示法：实验结果如以图形记

4、录在实验仪器上的，可通过输出设备打印，再附在实验报告上。如神经肌肉的电活动记录，心肌、肠肌收缩曲线，血压曲线等。某些数据亦可经统计学处理后做成图形表示。如不同血药浓度与相应时间的对应关系，此时血药浓度为纵坐标、时间为横坐标，描记出药时曲线图形。 (2)数据表示法：实验结果以测定数据记录的，也可以统计数据表格形式表示，如：各组动物不同情况下的血液、体液电解质浓度，PC02、P02等数据。 2实验报告的书写要求 在实验报告封页上应写上姓名、学号、年级、班次和实验组别。字迹清楚，工整。按格式要求逐一书写（1）实验题目：一般将实验题目放在实验报告纸的第一行或第一行正中。（2）实验目的：字数不宜繁多。一

5、般用12句话阐明实验所要证实的论点或要研究的内容即可。（3）实验方法：应注明实验动物名称，麻醉方法。其余实验操作如实验仪器、实验药物或试剂、实验步骤与过程等，可用“按XX章XX实验项下的实验方法进行”等字样表示。（4）实验结果：根据实验结果真实、完整地以图形、表格或文字方式表示出来。如因操作失误或实验动物发生意外未能完成所需观察的实验结果，应在实验报告中如实说明。（5） 讨论和结论：讨论应结合实验结果进行，宜简明扼要。主要是分析解释所观察到的实验结果和现象，如为预期结果，应结合理论知识进行其作用、作用机制的阐述。如未达预期结果，应找出原因，总结其经验教训。 结论放在实验讨论后，作为结尾完成。结

6、论应以实验结果为依据，在讨论的基础上概括、总结具有代表性的实验结果的论点或推论。四、实验室规则和操作规程 1按时进入实验室，不得迟到早退或随意缺席。 2养成良好的学习和工作作风，保持实验室安静。严禁在实验室里高声喧哗、打闹。 3爱护实验室设施。实验中严格按实验步骤和方法进行。未经教师同意不得随意动用实验室仪器或器械。切忌违规操作或粗暴使用精密仪器。如微机操作应掌握如何正确开机、如何进入实验程序、如何启动记录、如何存储与输出、如何打印实验结果及关机等。严禁在微机上玩游戏、作个人文件、随意启动其他程序，甚至损坏实验程序等与实验无关甚至非法的活动。 4实验前认真按教材清点实验桌上的实验器材，如有实验

7、器械缺少或损坏应及时向教师报告。实验完毕后应将器械清洗干净，摆放整齐。如在实验过程中意外损坏实验器械，应向教师报告说明，以及时检修或更换。故意损坏实验仪器或器械者，除照价赔偿外，学校将给予行政处罚。 5养成节约用物的良好习惯，不得随意浪费动物标本、器材、药品和试剂。能重复利用的器材如纱布、缝合针、试管、插管、针头等，应洗净再用。实验中不得图个人方便而随意移走公用物品。实验废物不得乱倒、乱扔，尤其是强酸、强碱试剂或具放射性的液体或污物，动物皮毛，组织器官，纸屑等不得倒入水槽内，应统一放置在指定地点。 6实验完成后，应及时关闭微机。离开实验室以前应安排值日小组打扫实验室清洁，整理桌面物品，关闭总电

8、源及稳压器开关、水开关、门窗等。最后请实验室管理人员检查验收后方能离开。五、 动物生理实验常用手术器械1 常用手术器械 动物生理学实验常用手术器械与医学外科手术器械大致相同,但也有一些专用器械.现仅介绍常规的手术器械。 (1)手术刀 手术刀主要用来切开皮肤和脏器。手术刀片有圆刃、尖刃和弯刃三种。刀柄也分多种，最常用的是4号刀柄和7号刀柄（图3.1-1）。可根据手术部位、性质的需要自由拆装和更换变钝或损坏的手术刀片（图3.1-2）。持刀的方式有4种(图3.1-3)，其中“执弓式”是一种常用的的持刀方式。其动作范围广泛而灵活，用于腹部、颈部或股部的皮肤切口。 (2)手术剪和粗剪刀 手术剪分钝头剪、

9、尖头剪。其尖端有直、弯之分。主要用于剪皮肤、肌肉等软组织。也可用来分离组织，即利用剪刀尖插入组织间隙，分离无大血管的结缔组织。另外，还有一种小型的眼科剪，主要用于剪血管和神经等软组织。一般说来，深部操作宜用弯剪，不致误伤。剪线大多为钝头直剪，剪毛用钝头、尖端上翘的。正确执剪姿势是用拇指与无名指持剪，食指置于手术剪的上方（图3.1-4）。粗剪刀，为普通的剪刀。在蛙类的实验中，常用来剪蛙的脊柱、骨和皮肤等粗硬组织。 (3)手术镊 手术镊种类很多，名称也不统一，常用的有无齿镊和有齿镊两种,用于夹住或提起组织，以便剥离、剪断或缝合。有齿镊用于提起皮肤、皮下组织、筋膜、肌腱等较坚韧的组织，使其不易滑脱。

10、但有齿镊不能用以夹持重要器官，以免造成损伤。无齿镊用于夹持神经、血管、肠壁或其他脏器,较脆弱组织，而不致使之受损伤。正确执镊方法如图3.1-5，用力适当地把持着。 (4)血管钳 血管钳又称止血钳，有直、弯、带齿和蚊式钳等数种。主要用于夹血管或止血点，以达止血的目的。也用于分离组织、牵引缝线，把持或拔缝针等。正确持钳和持剪方法相同（图3.1-6）。开放血管钳的方法是利用右手已套入血管钳的拇指与无名指相对挤压，继而两指向相反的方向旋开，放开血管钳(图3.1-7)。 (5) 骨钳 在打开颅腔和骨髓腔时，用于咬切骨质。 (6)颅骨钻 用于开颅时钻孔。(7)气管插管 急性动物实验时，插入气管，以保证呼吸

11、通畅，或做人工呼吸。将一端接气鼓或换能器，可记录呼吸运动。 (8)血管插管 有动脉插管和静脉插管。一些小型动物的动脉插管可用16号输血针头磨平来替代。在急性实验时插入动脉，另一端接压力换能器或水银检压计，以记录血压。静脉插管插入静脉后固定，以便在实验过程中随时用注射器向静脉血管中注入药物和溶液。 (9)金属探针 专门用来毁坏蛙类脑和脊髓。 (10)玻璃分针 专用于分离神经与血管等组织。 (11)蛙心夹 使用时将夹的前端在蛙心室舒张时夹住心室尖，尾端用线系在换能器（或扛杆）上。 (12)动脉夹 用于阻断动脉血流。 (13)蛙板 一块20 cm15 cm的木板，用于固定蛙类。 各种手术器械使用后，

12、都应及时清洗，齿间、轴间的血迹也应用小刷刷洗干净。洗净后用干布擦拭干，忌用火烤烘干或重击。久置不用的金属器械应檫油保护。2. 实验动物六、计算机生物信号采集处理系统在生理学实验中的应用 生物信号采集、处理系统是应用大规模集成电路、计算机硬件和软件技术开发的一种集生物信号的放大、采集、显示、处理、存储和分析的电机一体化仪器。该系统可替代传统的刺激器、放大器、示波器、记录仪，一机多用，功能强大。广泛地被应用于生理学、病理学、药理学实验。1 计算机生物信号采、集处理系统的基本组成和工作原理 目前我国的生物信号采集处理系统多达十余种,因各制造商开发的年代和使用风格不同,相互之间存在着一定的差异。早期的

13、产品基于DOS操作系统，而近期产品多以Windows操作系统，虽然产品有不同的特点，但基本的结构和工作原理具有一定的共性,现做一简要的介绍。 该系统由硬件和软件两大部分组成。硬件主要完成对各种生物电信号(如：心电、肌电、脑电)与非电生物信号(如：血压、张力、呼吸)的采集。并对采集到的信号进行调理、放大，进而对信号进行模数(AD)转换，使之进入计算机。软件主要用来对已经数字化了的生物信号进行显示、记录、存储、处理及打印输出，同时对系统各部分进行控制，与操作者进行人机对话(图2.5-1)。（1） 传感器和放大器 生物所产生的信息，其形式多种多样，除生物电信号可直接检取外，其它形式的生物信号必须先转

14、换成电信号，对微弱的电信号还需经过放大，才能作进一步的处理。生物信号采集处理系统中的刺激器和放大器都是由计算机程控的,其工作原理和一般的刺激器、放大器完全一样。主要的区别在于一般仪器是机械触点式切换，而生物信号采集系统是电子模拟开关，由电压高低的变化控制，是程序化管理，提高了仪器的可靠性，延长了仪器的寿命。 （2） 生物信号的采集 计算机在采集生物信号时，通常按照一定的时间间隔对生物信号取样，并将其转换成数字信号后放入内存。这个过程称为采样。 (1)A/D转换器 生物信号通常是一种连续的时间函数，必需转换为离散函数，再将这离散的函数按照计算机的“标准尺度”数字化，以二进制表达，才能被计算机所接

15、受。A/D转换设备能提供多路模/数转化和数/模转换化。A/D转换需要一定时间，这个时间的长短决定着系统的最高采样速度。A/D转换的结果是以一定精度的数字量表示，精度愈高，（曲线的）幅度的连续性愈好。对一般的 生物信号采样精度不应低于12位数字。转换速度和转换精度是衡量A/D转换器性能的重要指标。 (2)采样与采样有关的参数包括：通道选择、采样间隔、触发方式和采样长度等方面。 通道选择： 一个实验往往要记录多路信号，如心电、心音、血压等。计算机对多路信号进行同步采样，是通过一个“多选一”的模拟开关完成的。在一个很短暂的时间内，计算机通过模拟开关对各路信号分别选通、采样。这样，尽管对各路信号的采样

16、有先有后，但由于这个“时间差”极短暂，因此，仍可以认为对各路信号的采样是“同步”的。 采样间隔： 原始信号是连续的，而采样是间断进行的。对某一路信号而言，两个相邻采样之间的时间间隔称为采样间隔。间隔愈短，单位时间内的采样次数愈多。采样间隔的选取与生理信号的频率也有关，采样速率过低，就会使信号的高频成分丢失。但采样速率过高会产生大量不必要的数据，给处理、存储带来麻烦。根据采样定律，采样频率应大于信号最高频率的2倍。实际应用时，常取信号最高频率的35倍来作为采样速率。 采样方式： 采样通常有连续采样和触发采样两种方式。在记录自发生理信号(如心电、血压)时，采用连续采样的方式。而在记录诱发生理信号(

17、如皮层诱发电位)时，常采用触发采样的方式。后者又可根据触发信号的来源分为外触发和内触发。 采样长度： 在触发采样方式中启动采样后，采样持续的时间称为采样长度。它一般应略长于一次生理反应所持续的时间。这样既记录到了有用的波形，又不会采集太多无用的数据造成内存的浪费。（3）生物信号的处理 计算机生物信号采集处理系统因其强大的计算功能，可起到滤波器的功能，而且性能远远超过模拟电路，恢复被噪音所淹没的重复性生理信号。人们可以测量信号的大小、数量、变化程度和变化规律，如波形的宽度、幅度、斜率、零交点数等参数。做进一步的分类统计、分析给出各频率分能量（如脑电、肌电及心率变异信号）在信号总能量中所占的比重、

18、对信号源进行定位。对实验结果可以用计数或图形方式输出。对来自摄像机或扫描仪的图像信息经转换后，也可输入计算机进行分析。所以计算机生物信号采集处理系统，不仅具备了刺激器、放大器、示波器、记录仪和照相机等仪器的记录功能外，而且还兼有微分仪、积分仪、触发积分仪、频谱分析仪等信号分析仪器的信息处理功能。为节省存储空间，计算机可对其获得的数据可按一定的算法进行压缩。2 计算机生物信号采集、处理系统的基本操作 计算机生物信号采集、处理系统种类繁多，用其进行实验操作方法各有所异,这里只能做一般的、原则性介绍。掌握实验的一般流程、配置实验和刺激参数设置方法是我们用好生物信号采集系统的关键。 (1)进入系统，选

19、择通道：确定信号输入到哪个通道，以打“对勾”表示。 (2)刺激方式的选择:根据实验的需要确定是否需要刺激。一般可有7种刺激方式可被选择（见刺激参数设置） (3)选择输入方式：根据生物信号的性质：是非电信号（如骨骼肌张力、血压、呼吸道压力、心肌收缩力、肠肌张力等）还是电的信号（如神经干动作电位、心电、神经放电、脑电等），确定是否需要换能器。 (4)交/直流的选择 根据生物信号是快信号（如神经干动作电位、心室肌动作电位、神经放电等）还是慢信号（如血压、呼吸、心电、平滑肌张力等）确定以何种电流输入。一般电信号选择交流输入，非电信号经换能后选择直流输入。来自另外的前置放大器的输入信号，采用直流输入的方

20、式（如经微电极放大器后的心室肌动作电位信号）。可用放大器的时间常数进行选择（或有专门的开关）。 (5)放大器放大倍数的选择：采样卡的有效采样电压一般位+/-5V。所以输入信号的强度一般不能超过5 V，根据信号的强弱选择适当的放大倍数,在不溢出的前提下,放大倍数选大一些为好。 (6)滤波选择： 根据是否需要滤波确定高频滤波和时间常数，使采样在最好的波段中进行（见2.3.1）。 (7)选择显示模式 ：用计算机生物信号采集、处理系统进行实验时有两种显示模式的选择：一类为快捷（或标准）方式，系统内提供了许多常规的生理、病理、药理专项实验方法，所配置及标定的参数都已提供在每一专项实验选项中。因此只要进入

21、系统，激活实验菜单，选择具体的实验项目，即可按照标准实验内容做好各项配置、标定而进行实验。另一类是一般性（或通用）方式，适用于科研与特殊教学实验，可根据需要不断改变系统参数（进行显示设置），使采集的波形更好，更适合于观察及符合实验结果。 “连续记录”方式：用来记录变化较慢，频率较低的生物信号。如电生理实验中的血压，呼吸，心电、张力等，扫描线的方向是由右向左，连续滚动，与传统仪器的二导记录仪相一致。它的采样间隔从最慢50 ms至最快25 s，有11档可选。在上述经典实验中一般选l ms 10 ms之间即可。 “记忆示波”方式：用来记录变化快，频率高的生物信号。如：电生理实验中的神经干动作电位，动

22、作电位传导速度，心室肌动作电位等。扫描线的方向是由左至右，一屏一屏地记录，与传统示波器相一致。它的采样间隔选项从最快每次1 ms10 s,有8档可选。(注意：在10 s档即100 KHz采样频率只允许单窗口运行)在经典型实验一般选25 s或50 s即可。 刺激触发显示方式 是一种单帧波形显示方式。表示发出一个刺激信号，采集一帧生物信号数据，并把它显示在屏幕上。如果选择了“记忆示波”显示方式则应考虑选择“刺激器触发显示”，要求刺激与采样同步工作。还有其它显示方式，此处不再列举。 (8)采样间隔选择：注意采样间隔与所采信号相匹配。采样间隔调控的合适值应多试几次，以求最好。 (9)采样 进入实验项目

23、（通道采样内容）从14通道输入生理信号并选择希望进行的实验项目，点击开始按钮，系统开始采样，采样窗中即有扫描线出现，并随外部信号变化，显示起伏波形。 注意：如果在触发方式中选定了刺激器触发，则应当在主界面中点击“刺激”按钮启动刺激器，即可开始同步采样。 (10)实时调整采样参数：为使采样波形达到最好即最有利于观察的状态，可以在采样过程中,时实按以下步骤调节各部分： 如感信号太大或太小,可实时点击各通道放大器增益按钮，改变放大倍数,将信号幅度放大至适当程度。 调节各通道的时间常数和高频滤波值 调节各通道的扫描速度。 如感到图形显示太大或太小, 可实时在Y轴上进行压缩或扩展，使图形大小适中。注意此

24、时输入的信号并没有改变，仅是图形的变形。 如果感到图形X轴压缩比不合适,可实时点击X轴压缩或扩展按钮，使扫描线滚动速度适合观察。 在需要刺激时，可在刺激器参数调整栏中，逐个调整刺激参数，形成最佳参数。 如果出现50 Hz的干扰,可启动50 Hz抑制,将50 Hz电源的干扰信号消除掉。该命令只能对当前通道起作用。 (11)结束采样 点击采样结束按钮结束采样，全部结果数据以图形方式显示在各自的窗口，可移动X方向棍条从头到尾观察所有的图形。并可拖选图形进行观测量、进入表格、打印等后处理。 (12) 设置存盘 如果本次实验成功，所选的设置参数合理，可将本设置以自定义文件名存盘。实验二 呼吸运动的调节与

25、膈肌放电【实验原理】呼吸运动能够有节律地进行，并能适应机体代谢的需要，是由于体内呼吸中枢调节的缘故。体内、外各种刺激可以作用于中枢或经不同的感受器反射性地通过膈神经和肋间神经影响呼吸肌尤其是膈肌的活动。【实验目的】本实验的目的是观察某些因素对呼吸运动的影响及膈肌活动时的生物电现象。【实验材料】 1.实验对象 家兔2.实验器材 哺乳类动物手术器械，兔手术台、MS4000U生物机能实验系统、气管插管、50cm长的乳胶管、保护电极、20ml、5ml注射器、250ml抽滤瓶、纱布、棉线。3.药 品 生理盐水、20%氨基甲酸乙酯、3%乳酸、CaCO3、 稀盐酸、【实验步骤及观察项目】1. 麻醉及气管插管

26、 用20%氨基甲酸乙酯（5ml/kg体重）由耳缘静脉注入，待动物麻醉后仰卧固定于手术台上，沿颈部正中切开皮肤，分离气管，并插入气管插管。分离出颈部双侧迷走神经穿线备用。在剑突下剪一小口，暴露剑突下的膈肌，注意切勿导致气胸。具体步骤：抓兔方法、称重、麻醉、手术等静脉注射法：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。耳缘静脉沿耳背后缘走行，较粗，剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部，血管即显现出来。注射前可先轻弹或揉擦耳尖部并用手指轻压耳根部，刺入静脉(第一次进针点要尽可能靠远心端，以便为以后的进针留有余地)后顺着血管平行方向深入1cm，放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食部指移至针头刺入部位，将针头与兔耳固定

27、。进行药物注射。若注射阻力较大或出现局部肿胀，说明针头没有刺入静脉，应立即拔出针头，在原注射点的近心段重新刺入。注射完毕，拔出针头，用棉球压住针刺孔，以免出血。若实验过程中需补充麻药或静脉给药，也可不拔出针头，而用动脉夹将针头与兔耳固定，只拔下注射器筒，用一根与针头内径吻合且长短适宜的针芯(可用针灸针代替)插入针头小管内，防止血液流失，以备下次注射时使用(见图2-11中)。2-11 兔耳静脉注静乌拉坦：又名氨甲乙酸乙酯(urethane)，与氯醛糖类似，可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。乌拉坦对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药。对猫和狗则奏效较慢，在大鼠和兔能诱发肿瘤，需长期

28、存活的慢性实验动物最好不用它麻醉。本药易溶于水，使用时配成1025%的溶液。颈部手术 颈部手术主要以免、狗、猫、大白鼠、豚鼠为实验对象。将动物仰卧位固定于手术台上，然后进行实验。1颈部切开剪去颈前皮肤上的毛。用手术刀在喉头与胸骨上缘之间沿颈腹正中线作一切口。切口的长度：大白鼠或豚鼠为2.5-4cm，兔、猫为5-7Cm，狗为10cm。用止血钳分离皮下结缔组织，然后将切开的皮肤向两侧拉开，可见到颈部有3条浅层肌肉：(1)胸骨乳突肌 起自胸骨，斜向外侧方头部颞骨的乳突处，在狗称为胸头肌。左右胸骨乳突肌呈“V”型斜向分布。(2)胸骨舌骨肌 起自胸骨，止于舌骨体，位于颈腹正中线，左右两条平行排列，覆盖于

29、气管腹侧面。(3)胸骨甲状肌 起自胸骨和第一肋软骨，止于甲状软骨后缘正中处。2气管切开及气管插管术气管切开术是哺乳类动物急性实验中常作的手术。一方面切开气管和插入气管插管可保证呼吸通畅；另一方面为实验要求做准备。气管位于颈部正中位，全部被胸骨舌骨肌与胸骨甲状肌所覆盖。用止血钳分开左右胸骨舌骨肌，在正中线沿其中缝插入并向前后两端扩张创口。注意止血钳不能插入过深，以免损伤气管或其他小血管。也可用两食指沿左右胸骨舌骨肌中缝轻轻向上下拉开，此时即可见到气管。在喉头以下气管处，分离一段气管与食管之间的结缔组织，并穿一根浸过生理盐水的棉线备用。于甲状软骨下1-2cm处的两个软骨环之间，用手术刀或剪刀将气管

30、横向切开，再向头端作一小纵向切口，使呈“”形，将口径适当的气管插管由切口向胸端插入气管腔内，用备用线结扎，并再在插管的侧管上打结固定，以防插管滑出。插入插管后需仔细检查，若管内有血液，必须拔出插管，经止血处理后再插入。3. 颈部神经、血管分离的基本方法神经和血管都是比较娇嫩的组织，因此在剥离的过程中应细心，动作要轻柔，切不可用带齿的镊子进行剥离，也不可用止血钳或镊子夹持，以免其结构和机能受损。剥离颈部较粗大神经和血管时，先用止血钳将神经或血管周围的结缔组织稍加分离，然后在神经或血管附近结缔组织中插入大小适合的止血钳，顺着神经或血管走行方向扩张止血钳，逐渐使其周围结缔组织剥离。分离细小神经或血管

31、时，要特别注意保持局部的自然解剖位置，不要把结构关系弄乱，同时需用玻璃分针轻轻地进行分离。剥离组织时的用力方向应与神经或血管的走行方向一致。分离完毕，在神经或血管的下面穿过浸有生理盐水的细线(根据需要穿一根或两根)，以备刺激时提起或结扎之用。然后用一块浸有温热生理盐水的纱布或棉花盖在切口组织上，经常保持组织湿润(见图2-22)。图2-22 兔颈、胸部的神经和血管示意图(2)兔气管插管 动物（以家兔为例）暴露、游离出气管，并在气管下穿一较粗的线。用剪刀或专用电热丝于喉头下23 cm处的两软骨环之间，横向切开气管前壁约1/3的气管直径，再于切口上缘向头侧剪开约0.5 cm长的纵向切口，整个切口呈”

32、。若气管内有分泌物或血液要用小干棉球拭净。然后一手提起气管下面的缚线，一手将一适当口径的“Y”气管插管斜口朝下,由切口向肺插入气管腔内，再转动插管使其斜口面朝上，用线镈结于套管的分叉处,加以固定（图3.7-2）。2. 仪器连接 将压力传感器与气管插管连接，并将侧孔夹闭。将信号线接CH2输入座。将两引导探针插入膈肌，接入CH1输入座。依次选择“输入信号”、“CH1通道肌电”、“CH2通道呼吸”依次选择设刺激器方式：“连续单刺激”、波宽“5ms”、延时“30ms”，强度6V，波间隔20ms3.实验项目3.1观察正常的呼吸曲线 适当调节气管插管另一开口大小，使呼吸曲线幅度适中，便于观察。通道1可见膈

33、肌活动时的生物电现象。通道2可见呼吸曲线，上升相为呼气，下降相为吸气。3.2增加二氧化碳 当呼吸平稳后，将装有碳酸钙的三角瓶加入盐酸后，迅速与套在气管侧管上的橡皮管相连，观察呼吸效应。3.3缺氧 当呼吸恢复后，将缺氧装置接气管插管侧管，观察呼吸效应。3.4增大无效腔（长管呼吸） 当呼吸恢复后，将一段长橡皮管接气管侧管，观察呼吸效应。3.5注射乳酸 抽取3%乳酸1ml，于耳缘静脉注射观察呼吸效应。3.6剪断迷走神经 剪断一侧迷走神经时，观察呼吸效应，稍后，剪断另一侧迷神经时，观察呼吸效应。【注意事项】1.气管插管前注意止血并清理气管内容物。2.注射乳酸时不要刺破静脉，以免乳酸外漏，引起动物躁动。

34、3.气管插管侧管的夹子在实验全过程中不得更动，以免影响振幅前后比较。【思考题】1. 迷走神经在节律性呼吸中起什么作用？2. 如何排除本实验中出现的干扰？实验三 坐骨神经标本的制作【实验原理】各种可兴奋细胞处于兴奋状态时，都有一个共同的、最先出现的反应动作电位，即细胞膜受刺激后在原有静息电位基础上发生的一次膜两侧电位的快速倒转和复原。动作电位是细胞兴奋的标志，它只是在外加刺激达到一定强度时方可出现。该实验中神经干标本的制作是动作电位的基础。【实验目的】熟练手术过程及标本的制作 【实验材料】1.实验对象: 蟾蜍(或蛙)。2.实验器材:蛙手术器械1套、神经标本屏蔽盒。3.药 品: 任氏液。【实验步骤

35、及观察项目】1.坐骨神经腓神经标本制备1.1坐骨神经-腓神经所用动物多为蟾蜍或蛙。(1)破坏脑脊髓 常用金属探针插入枕骨大孔破坏脑、脊髓的方法处死。左手握蛙，用拇指按压背部，食指按压头部前端，使头前俯；用右手食指的指甲由头端沿正中线向下滑动，至耳鼓膜后缘连线前约3mm处可触及一横沟，其中点相当于枕骨大孔位置(图2-14)。用探针由此处垂直刺入枕骨大孔，折入颅腔，左右捻转探针，以破坏脑组织；其后，将探针退至枕骨大孔，将针头转向后，刺入椎管，以破坏脊髓。此时，如蛙四肢松软，呼吸消失，表明脑和脊髓已完全破坏。图2-14 蛙脑脊髓破坏方法(2)除去躯干上部及内脏 用粗剪刀在骶髂关节水平以上1cm处剪断

36、脊柱，左手捏住脊柱下方断端，注意不要损伤腹侧面两侧的坐骨神经干，使蛙头和内脏自然下垂，右手持粗剪刀沿脊柱两侧剪除一切内脏及头胸部，留下后肢、骶骨、部分脊柱及紧贴于脊柱两钡，J的坐骨神经。(3)剥皮、分离两腿 先剪去肛周一圈皮肤，然后一手捏住脊柱断端，另一只手捏住断端边缘皮肤，向下剥掉全部后肢皮肤。再用粗剪刀将脊柱沿正中线剪开分为两半，标本放在盛有任氏液的培养皿中。洗净手及用过的器械。(4)游离坐骨神经腓神经 将一腿标本腹面朝上置于蛙板上，用玻璃分针沿脊柱旁游离坐骨神经，并于近脊柱处穿线结扎。再将标本背面朝上放置，把梨状肌及附近的结缔组织剪去。循神经沟找出坐骨神经的大腿部分(图2-15)，用玻璃

37、分针仔细剥离，然后从脊柱根部将坐骨神经剪断，手持结扎线将神经轻轻提起，剪断坐骨神经的所有分支，游离神经至胭窝处。坐骨神经在月国窝上方分为胫神经和腓神经两支。在分叉下剪断内侧的胫神经。腓神经于腓肠肌沟内下行至足部；在踝关节水平用线结扎腓神经，并剪断。也可剪断腓神经而分离胫神经，制成坐骨神经胫神经标本。图2-15 坐骨神经标本背面示意图 图2-16 坐骨神经腓肠肌标本制备法标本制成后，浸于任氏液中10-20分钟，使其兴奋性相对稳定后即可用于实验。注意事项：制备坐骨神经干标本时应作钝性分离，避免过度牵拉或用金属器械、手捏碰神经干；制备标本时应随时对神经干滴加任氏液，以保持神经湿润，并将暂不用的神经置

38、于任氏液培养皿中保存。2.仪器连接和调试2.1 神经屏蔽盒的安装：一对刺激电极相互尽量靠近，两对记录电极尽可能分开，神经槽的所有电极都需要用小刀刮亮除去锈蚀和氧化膜并使各电极处于同一水平，以免接触不良。用镊子夹住神经标本一端的结扎线，将标本放置于电极上，方向是标本的近中端接触刺激电极，远中端接触引导电极。2.2 连接：刺激电极与计算机程控刺激器的输出端相连；距离刺激电极近的一对记录电极与计算机一通道相连，距离刺激电极远的一对记录电极与另一通道相连；两对记录电极引导的生物电信号输入计算机电位通道接口，经程控生物放大器放大，A/D转换，计算机处理，显示器显示。（见图2-25-1） R1R2 r1 r2 地 r3r4刺激输出CH1CH2图2-25-1【注意事项】1神经标本尽量分离长，分离干净，但不能损伤神经干。2要避免标本干燥，但同时注意电极间不要有过多的任氏液，以免造成短路。1.常用生理溶液的成分及配制方法各种生理盐溶液的用途： 生理盐水：即与血清等渗之NaCl溶液，在冷血动物应用0.6%-0.65%，在温血动物应用0.85%-0.9%。 任氏溶液：用于青蛙及其他冷血动物。 乐氏溶液：用于温血动物之心脏、子宫及其它离体脏器。用作灌注液者须于用前通入氧气泡15分钟。低钙乐氏液（含无水氯化钙0.05g）用于离体小肠及豚鼠的离体支气管灌注。台氏溶液：用于温血动物之离体小肠。