2023年气管插管实验报告.docx
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1、篇一:家兔气管插管实验 兔的固定方法背位固定用棉绳拉住兔的上门牙齿固定于手术台柱上。也可用兔头架,先将兔颈嵌入半圆形铁 圈,再将兔嘴套入可调节铁环内。拧紧固定螺丝,再将长柄固定于手术台的定柱上(四)常用手术的基本操作.备皮(1)剪毛法:常用于急性实验。用一般弯剪刀贴皮肤依次将手术范围内的皮毛剪去。勿用手 提起毛剪之,以免剪破皮肤。(2)拔毛法:合用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉,以及后肢皮下静脉的注射、取血等。(3)剃毛法:用于大动物的慢性实验,用电剃刀顺着毛方向剃毛。(4)脱毛法:用于无菌手术野备皮。小动物脱毛,脱毛剂配方:硫化钠8g,淀粉7g,糖4g, 甘油5g,硼酸1g,水75 g,调成糊状
2、。用法:先将手术野的毛剪短,后用棉球涂一薄层脱毛 剂,23分钟后用温水洗净,擦干,涂一薄层油脂。鼠类亦可不用剪毛,直接涂脱毛剂。狗等大 动物脱毛,配方:硫化碱10g,生石灰15g,加水至10 0ml拌匀。用法:术者戴耐酸手 套,用纱布涂之,使狗毛浸透,等2 3分钟后洗净擦干,涂一薄层油脂。注意切不可在脱毛前 用水弄湿脱毛部位,以免脱毛剂渗入毛根导致炎症。1 .消毒常用于慢性实验,一般用3%碘酊和7 5 %乙静常规法消毒。(五)常用动物的给药方法及采血方法.常用动物的给药方法(1)淋巴囊内注射法 常用于蟾蛛。注入药物易于吸取。方法为左手取动物,右手持注射器以 150角斜挑刺入尾骨两侧皮下淋巴囊,
3、缓慢推入,量宜小于0刺m尾因动物皮薄,弹性差,拔 针后应用棉球按压针孔半晌。(2)皮下注射法常用于鼠类、兔、猫、狗等。鼠类注射法为左手提起其头部皮肤,右手握注 射器,以约15。角刺入皮下,缓缓注入药液,拔针后轻压针孔。小白鼠注入量应小于0.4ml 药液。大白鼠、豚鼠要用大号针头。鼠类亦可从背部皮下注射,但需两个人合作完毕。兔、 狗、猫常在背部或大腿内侧等皮下脂肪少的部位进行皮下注射,禽类常选翼下注射。(3)肌 肉注射法鼠类常选后肢外侧肌肉。免、猫、狗多选臀部肌肉,鸟类选胸肌和腓肠肌。方法为第六章气管插管行业财务指标分析参考第一节气管插管行业产销状况分析第二节气管插管行业资产负债状况分析 第三节
4、气管插管行业资产运营状况分析 第四节气管插管行业获利能力分析 第五节气管插管行业成本费用分析第七章气管插管行业市场分析与建设规模第一节 市场调查一、拟建气管插管项H产出物用途调查二、产品现有生产能力调查三、产品产量及销售量调查四、替代产品调查五、产品价格调查六、国外市场调查第二节气管插管行业市场预测一、国内市场需求预测二、产品出口或进口替代分析三、价格预测第三节气管插管行业市场推销战略一、推销方式二、推销措施三、促销价格制度四、产品销售费用预测第四节 气管插管项目产品方案和建设规模一、产品方案二、建设规模第五节 气管插管项目产品销售收入预测 第八章 气管插管项目建设条件与选址方案第一节 资源和
5、原材料篇三:实验报告范本家兔尿生成的调节0 2 3级生命科学励勤创新班 王晋宁 学号:1 .实验目的1学习用输尿管插管记录尿量的方法。1. 2观测几种因素对尿生成的影响。2. 实验原理尿生成的过程涉及:肾小球的滤过作用,肾小管与集合管的重吸取作用,肾小管与集合管的分 泌作用。凡是影响这些过程的因素,都会因影响尿生成而引起尿量变化。3. 实验对象与实验材料家兔常规手术器械、止血钳、剪毛剪、眼科剪、眼科镜、玻璃分针、棉花、滴管、纱布、棉 线、温热生理盐水、烧杯、污物缸、兔手术台、塑料绳、棉签、动脉夹、注射器、照明灯、保 护刺激电极、支架、Powerlab生理实验系统、生物电输入线、受滴器、输尿管插
6、管、接尿 器皿、麻醉剂(2告戊巴比妥钠2ml/kg)、肝素溶液(200 u/ml)、2 0告葡萄糖溶液、10%n a 2 so4溶液、肾上腺素(1:10000)、垂体后叶素(5u/ml )、20%甘露醉。4. 实验方法与环节1家兔称重,麻醉(耳缘静脉注射2 %戊巴比妥钠2 m 1 /kg)、固定(仰式)、剪毛、剪颈部皮肤67 cm,钝性分离颈部肌肉等组织。暴露气管、穿线、手术刀手术剪t形切 口,事先准备好的棉签将气管中的血块弄出,插好气管插管并结扎。分离右侧迷走神经穿 线备用。5. .2输尿管和膀胱血管丰富,在插管之前先注射肝素抗凝(200u/ kg体重)。6. 3脐胱插管。先用棉线从输尿管下
7、方穿线绕到膀胱底部将膀胱与尿道连接处结扎紧,防 止尿液从尿道排出,假如膀胱未充盈,可先用注射器注射生理盐水进入膝胱,让膀胱壁变 薄后用大注射针头刺破膀胱壁,然后从穿孔处将充满生理盐水的细塑料管或插管插入膀 胱内,保证尿液可进入插管,然后将膀胱壁和插管一起结扎并固定好,排出气泡,保证 导尿管道充满尿液。7. .4安装调节好受滴装置,先打开p 0 werlab,后打开chart软件,设立3个通道,调节通道3 (1 0 Omv, 1 0 h z , d c直流电)和刺激器的参数。8. 5记录一段、正常尿生成:观测有滴尿即可,并在通道3曲线可显示出尿滴的标记波动变化。耳缘静脉注射温热生理盐水30ml
8、(速度可快),观测尿滴和通道3的标记。9. 6待尿量平稳后,同法注射肾上腺素溶液0.20. 5ml,观测尿滴标记。10. 7同上,注射1 5m I葡萄糖溶液观测。观测尿滴标记。4. 8注射垂体后叶素2单位观 测。观测尿滴标记。11. 9注射10%na2so4溶液4ml。观测尿滴标记。12. 10刺激右侧迷走神经2 00或300脉冲,观测家兔反映和尿滴变化。13. . 11注射20%甘露醇3ml/kg体重。观测尿滴标记。14. 实验结果1正常尿量15. . 2注射生理盐水30亳升注射生理盐水后,尿量增长。16. 3注射肾上腺素0. 4毫升注射肾上腺素后,尿量减少。17. 4注射20%葡萄糖15笔
9、开注射葡萄糖后,尿量增长。5. 5注射垂体后叶素(adh) 2单位注射垂体后叶素(a dh) 2单位后,尿量减少。18. 6 注射 10Sna2so4 溶液 41nl注射na2so4后,可观测到尿量增长。19. 7刺激右侧迷走神经刺激迷走神经导致尿量减少。20. 8注射2 0%甘露醉(3ml/kg体重)注射甘露醇后,尿量增长更加明显。21. 分析与讨论:22. 1.耳缘静脉快速注射生理盐水后,尿量增长。左手固定动物,右手持注射器,垂直刺入肌肉,缓慢注射,注射完毕用手轻轻按摩注射部位,以 利药物吸取。(4)腹腔注射法 除蛙类外,几乎所有动物都可使用此法给药。(5 )静脉注射法1)鼠类:常选用尾静
10、脉。先将鼠固定于特制的鼠筒内或倒置的玻璃罩下,使鼠尾外露,用75 %乙醇擦之使血管扩张。左手拉住尾端,右手持注射器(44 .5号针头),以约1 5。角 刺入扩张最明显的血管内,轻推药液,阻力不大,血管变色,说明已注入静脉内,假如阻力大, 局部变白,应重新刺入注射部位先从远端开始,以便失败后逐步上移注射部位。2)狗:常选用前肢内侧的皮下头静脉和后肢外侧的小隐静脉。剪毛消毒,在血管近心端先扎 一条绷带,使血管充盈,左手握肢体,拇指向远端轻轻绷紧皮肤,右手持注射器,顺血管方向 向心性刺入皮下,沿血管外平行走约0.5cm后,再刺入血管,有回血后即表白进入血管,放松 近心端绷带,缓慢注入药液。3)免:常
11、选用耳缘静脉。先拔毛,左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端,使血管充盈;拇 指和无名指固定耳朵,并与食、中指绷紧注射部位,右手持注射器,顺血管方向刺入静 0 .51cm,左手固定针头,右手缓慢注射。如阻力大或局部肿胀苍白,说明针头在血管外, 应重新注射。应从血管远心端开始,以便逐次向近心端反复注射。2.常用的采血方法(1)剪尾采血 常用于小白鼠和大白鼠。小量采血时用本法。固定动物并露出鼠尾,将尾部浸于4 5。的温水中数分钟(也可用二甲苯棉球擦 拭或用灯光照射半晌),使尾部血管扩张,擦干后,用手术剪剪去尾尖0. 30. 6 cm,让血 液滴入盛器或直接用吸管吸取。(2)耳缘静脉取血常用于家兔。将家兔
12、放在固定箱内,拔毛或用二甲苯棉球擦拭耳廓,使 耳部血管扩张,用粗针头刺破耳缘静脉,或用刀片在血管上切口(方向可与血管平行或垂 直)。血液自然流出。采血完毕,用干棉球压迫止血。(3)心脏取血常需两人合作。一人将动物背位固定,一人持配7号针头的10m I注射器,于 胸壁心跳最明显处,将针头刺入心脏,直至取够血量,迅速拔出针头。实验ab。血型的鉴定实验目的1 .学会a b。血型的鉴定方法.掌握ab。血型的分型依据实验原根据抗原抗体反映来进行的。红细胞表面存在的特异性抗原决定了血型,而血清中存在着与红 细胞自身相相应的抗体,如a型血的人其红细胞膜表面存在a抗原,而血清中则存在b抗体, 因此不会发生血液
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- 2023 气管 插管 实验 报告
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