探讨维甲酸诱导HAEC在体外分化为神经样细胞的最适浓度,细胞生物学论文.docx

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1、探讨维甲酸诱导HAEC在体外分化为神经样细胞的最适浓度,细胞生物学论文当前，国内外研究多集中于干细胞向神经细胞分化的研究，而对体细胞的研究相对较少。干细胞存在伦理学、免疫排挤以及潜在的致瘤性等问题限制了其在临床上的应用，而具有部分胚胎干细胞特性的人羊膜上皮细胞(human amniotic epithelial cells，HAEC)不存在上述问题，进而为细胞治疗提供了新的选择。 HAEC是一种来源于人胎盘羊膜组织的上皮层体细胞。研究显示HAEC具有部分胚胎干细胞特性，即在体外培养下具有向3个胚层分化的潜能：内胚层(胰腺细胞、肝细胞)、中胚层(心肌细胞)和外胚层(神经细胞、肌细胞、心肌细胞，骨

2、细胞，脂肪细胞，胰腺细胞，肝细胞)。细胞生活的微环境在分子水平决定了细胞的分化方向，因而在维甲酸诱导体外培养的HAEC向神经样细胞分化的经过中，选择最佳维甲酸干涉浓度是决定成功与否的关键。本实验通过细胞形态学分析和检测细胞内巢蛋白(nestin)、微管相关蛋白2(MAP-2)、胶质纤维酸性蛋白(GFAP)和转录因子Oct-4表示出，讨论维甲酸诱导HAEC在体外分化为神经样细胞的最适浓度，为HAEC在细胞移植中的应用奠定基础。 材料与方式方法 材料与试剂 羊膜标本由复旦大学附属中山医院妇产科提供，本研究经产妇本人签署知情同意书，并经中山医院伦理委员会同意。DMEM/F12、特级胎牛血清、PBS缓

3、冲液、青霉素-链霉素双抗溶液、0.25%胰蛋白酶+0.02EDTA (GibcoLtd，美国)。型胶原酶、Dnase 酶(Sigma Ltd，美国)。鼠抗人vimentin 单克隆抗体(SR0746，EpitomicsInc，美国)。鼠抗人CK-19抗体(BM0033)、兔抗人Nestin多抗(BA1289)、鼠抗人MAP-2多抗(BM1243)、兔抗人GFAP多抗(BA0056)(武汉博士德生物工程有限公司，中国)。兔抗人Oct-4多抗(MAB4305) (Millipore Ltd，美国)。100、200、300、400筛网(上海瑞谷生物科技有限公司，中国)。 羊膜组织提取和处理HIV、梅

4、毒、乙肝等血清学反响阴性的足月剖宫产后胎盘，胎盘娩出后，无菌条件下24 h将羊膜与绒毛膜分离，并将羊膜置于DMEM/F12 培养液内保存。羊膜上皮细胞的原代培养应在羊膜获得后6 h内进行。 原代HAECs 培养将5 cm 5 cm大小的羊膜置于含有双抗(100 U mL-1青霉素、100 U mL-1链霉素)的PBS 中反复冲洗 3次。然后放入不加血清的DMEM/F12培养基中漂洗3次。将漂冼后的羊膜用眼科剪剪成数小块；再将组织块反复剪成1 mm 1 mm大小。取10 mL羊膜组织悬液，按14比例参加0.25%的型胶原酶，并置于37恒温振荡孵箱内消化2 h后，1 000 r min-1离心5

5、min，吸出上清液(含胶原酶消化液)。再参加等体积0.25%胰蛋白酶-0.02%EDTA室温下消化15 min，用含10%胎牛血清的DMEM/F12培养基终止消化。1 000r min-1离心5 min，去上清，用含10%胎牛血清的DMEM/F12培养基清洗后，将细胞悬液依次通过100、200、300、400 目筛网过滤，细胞计数，然后将细胞以 1 107个/mL 密度的 HAECs 悬液 2 mL 接种于 25 mL 培养瓶中，置5%CO2、37培养箱内培养。倒置显微镜动态观察细胞形态变化及生长增殖情况。3 d后初次换液，以后根据细胞生长情况，隔天换液，每次换液时去除非贴壁细胞。待34 d

6、后细胞融合长满时，用0.25% 胰蛋白酶消化，按12 或13 比例进行传代，倒置显微镜观察，待细胞铺满瓶底时，重复上述操作。 原代HAECs的鉴定取第3代HAECs制作细胞爬片。常温下将细胞爬片用PBS漂洗3 min， 3次；4%多聚甲醛固定10 min，PBS漂洗3 min， 3次；0.2%TritonX-100 破膜 20 min，PBS 漂洗 3 min， 3 次；参加正常的山羊血清室温下封闭30 min，PBS漂洗3 min， 3次；参加鼠抗人CK19(1100)抗体和鼠抗人vimentin(1100)抗体，37孵育2 h，PBS漂洗3 min， 3次；参加辣根过氧化酶标记的二抗，37

7、孵育30min，PBS洗3min， 3次；DAB暗环境下显色；自来水冲洗，苏木精复染2 min，梯度乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封片。倒置显微镜下观察并摄像。对照组用PBS代替一抗。 不同浓度维甲酸诱导HAECs向神经样细胞分化 消化收集第3 代HAECs 制成细胞爬片，待细胞生长至60%70% 融合时(对照组用含 10% 胎牛血清的 DMEM/F12 培养基培养)，各维甲酸组去除培养基，参加含不同浓度维甲酸的DMEM/F12诱导液(内含10%胎牛血清)。 实验分组 共分为5组：对照组，含10%胎牛血清的DMEM/F12培养基处理，不含维甲酸；1 10-8mol L-1维甲酸组含1 10-8

8、mol L-1维甲酸DMEM/F12培养基(含10胎牛血清)；1 10-7mol L-1维甲酸组含1 10-7mol L-1维甲酸DMEM/F12培养基(含10%胎牛血清)；1 10-6mol L-1维甲酸组含1 10-6mol L-1维甲酸的DMEM/F12培养基(含10% 胎牛血清)；1 10-5mol L-1维甲酸组含1 10-5mol L-1维甲酸的DMEM/F12 培养基(含 10% 胎牛血清)。天天换液，换液时去除非贴壁细胞，共诱导7 d。 不同浓度维甲酸诱导HAECs分化后Nestin免疫组化染色 取出细胞爬片。常温下，将细胞爬片PBS漂洗3 min， 3次；4%多聚甲醛固定10

9、 min，PBS漂洗3 min， 3 次；0.2%TritonX-100 破膜 20 min，PBS 漂洗3 min， 3 次；参加正常的山羊血清，室温下封闭30 min，PBS 漂洗 3 min， 3 次；参加兔抗人 Nestin 抗体(1100)，37孵育2 h，PBS 漂洗3 min， 3 次；参加辣根过氧化酶标记的二抗，37孵育30 min，PBS漂洗3 min， 3次；DAB暗环境下显色；自来水冲洗，苏木精复染2 min，梯度乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封片。倒置显微镜下观察细胞并摄像，Nestin标记的神经样阳性细胞呈棕褐色。 不同浓度维甲酸诱导HAECs分化后MAP-2免疫组化

10、染色 取出细胞爬片。常温下，将细胞爬片PBS漂洗3 min， 3次；4%多聚甲醛固定10 min，PBS漂洗3 min， 3 次；0.2%TritonX-100 破膜 20 min，PBS漂洗3 min， 3次；参加正常的山羊血清室温下封闭30 min，PBS 漂洗 3 min， 3 次；参加兔抗人 MAP-2抗体(1100)，37孵育2 h，PBS漂洗3 min， 3次；参加辣根过氧化酶标记的二抗，37孵育30 min，PBS漂洗3 min， 3次；DAB暗环境下显色；自来水冲洗，苏木精复染2 min，梯度乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封片。倒置显微镜下观察细胞并摄像，MAP-2标记的神经样

11、阳性细胞呈棕褐色。 不同浓度维甲酸诱导HAECs分化后GFAP免疫组化染色 取出细胞爬片。常温下，将细胞爬片PBS漂洗3 min， 3 次；4% 多聚甲醛固定 10 min，PBS 漂洗 3min， 3 次；0.2%TritonX-100 破膜 20 min，PBS 漂洗3 min， 3次；参加正常的山羊血清室温下封闭30 min，PBS漂洗3 min， 3次；参加兔抗人GFAP抗体(1100)，37孵育 2 h，PBS 漂洗 3 min， 3 次；参加辣根过氧化酶标记的二抗，37孵育30 min，PBS漂洗3 min， 3 次；DAB 暗环境下显色；自来水冲洗，苏木精复染 2min，梯度乙醇

12、脱水，二甲苯透明，中性树胶封片。倒置显微镜下观察细胞并摄像，GFAP标记的神经样阳性细胞呈棕褐色。 不同浓度维甲酸诱导HAECs分化经过中Oct-4免疫组化染色取出细胞爬片。常温下将细胞爬片PBS洗3min， 3次；4% 多聚甲醛固定10 min，PBS洗 3 min， 3 次；0.2%TritonX-100 破膜 20 min，PBS 洗 3 min， 3 次；参加正常的山羊血清室温下封闭 30 min，PBS 洗3 min， 3 次；参加兔抗人 Oct-4 抗体(1100)，37孵育2h，PBS洗3 min， 3 次；参加辣根过氧化酶标记的二抗，37孵育30 min，PBS 洗3 min，

13、 3次；DAB暗环境下显色；自来水冲洗，苏木精复染2 min，梯度乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封片。倒置显微镜下观察细胞并摄像，Oct-4标记的神经样阳性细胞呈棕褐色。 图像分析 随机取10 个不同视野( 100)，以每个视野内阳性细胞数为量化指标，每组视野阳性细胞数量作为该组HAECs 诱导分化为神经样阳性细胞密度代表值，以阳性细胞数/100倍视野表示。 统计学方式方法 采用SPSS17.0 统计软件进行统计学分析。各组计量资料以 s表示。各组间比拟采用单因素方差分析，以 =0.05为检验水准，P 0.05为差异有统计学意义，P 0.01为差异有显著统计学意义。 结 果 体外培养 HAEC

14、s 细胞的生长特性 倒置显微镜下观察细胞在贴壁前轮廓清楚明晰、体积较小、圆形、透亮、折光性较强、富有立体感。接种23 d后贴壁，细胞逐步变大，折光性降低，整个细胞轮廓变暗，完全伸展的细胞形态多样，呈梭形、多角形、眼睛样等，轮廓清楚明晰，胞质丰富，胞核居中，可见12个核仁，呈圆形、卵圆形。 接种3 d后，人羊膜上皮细胞进入指数生长期，细胞数量明显增加，呈不规则多角形。接种57 d时90%细胞融合成片，构成单层放射状或漩涡状生长，开场进行传代。传代6 h 后即可贴壁，细胞34 d融合长满，构成单层放射状或漩涡状单层细胞。传至25代，细胞形态、大小、活性均匀一致。传至6代以后少数细胞形态发生变化，呈

15、不规则形，细胞增殖减慢。传至第8代细胞胞质内出现空泡和黑色颗粒，细胞增殖能力减弱，逐步停滞生长，凋亡并从瓶壁脱落。第3代细胞融合后数量恒定，符合实验要求，取第3代细胞作为实验对象。 体外培养细胞的来源鉴定 上皮细胞标记物CK19标记的贴壁细胞胞质内有大量棕褐色物质，胞核呈蓝紫色(图 1A)；间质细胞标记物波形蛋白(vimentin)标记的贴壁细胞胞质内仅有少量棕褐色物质，胞核呈蓝紫色(图1C)。 不同浓度维甲酸对HAECs分化作用的影响 1.不同浓度维甲酸组HAECs分化的形态学变化：对照组细胞形态未发生改变；1 10-8mol L-1维甲酸组少数细胞形态有所改变，胞质回缩，胞体伸出轴突样长突

16、起；1 10-7mol L-1维甲酸组部分细胞形态发生改变，出现双极或多级细胞，少数细胞在突出末端出现分支；1 10-6mol L-1维甲酸组出现较多双极或多级细胞，部分细胞出现突起并互相连接成网；1 10-5mol L-1维甲酸组细胞胞质出现空泡或黑色颗粒状物，大量细胞固缩脱落。 2. 免疫组化法检测不同浓度维甲酸组HAECs诱导分化细胞的Nestin 阳性细胞(图2，3)表示出率：对照组为(12.12 0.37)%，1 10-8mol L-1维甲酸组为(15.13 0.28)%，1 10-7mol L-1维甲酸组为(17.56 1.15)%，1 10-6mol L-1维甲酸组为(20.98

17、 0.95)%，1 10-5mol L-1维甲酸组为(19.20 3.12)%。不同浓度维甲酸组与对照组比拟，均差异有显著统计学意义(P 0.01)；不同浓度维甲酸组组间比拟，除1 10-6mol L-1维甲酸组、1 10-5mol L-1维甲酸组外(P=0.15)，其他组均差异有显著统计学意义(P 0.01)。 3. 免疫组化法检测不同浓度维甲酸组HAECs诱导分化细胞的MAP-2 表示出率(图2，3)：对照组为(14.12 1.04)%，1 10-8mol L-1维甲酸组为(22.81 1.32)%，1 10-7mol L-1维甲酸组为(24.21 1.65)%，1 10-6mol L-1

18、维甲酸组为(29.56 1.35)%，1 10-5mol L-1维甲酸组为(24.34 3.85)%。不同浓度维甲酸组与对照组比拟，均差异有显著统计学意义(P 0.01)；不同浓度维甲酸组组间比拟，除1 10-6mol L-1维甲酸组、1 10-5mol L-1维甲酸组外(P=0.23)，其他组均差异有显著统计学意义(P 0.01)。 4. 免疫组化法检测不同浓度维甲酸组HAECs诱导分化细胞的 GFAP 表示出率(图2，3)：对照组为(11.23 0.26)%，1 10-8mol L-1维甲酸组为(13.21 0.60)%，1 10-7mol L-1维甲酸组为(15.63 1.18)%，1

19、10-6mol L-1维甲酸组为(22.69 1.62)%，1 10-5mol L-1维甲酸组为(15.79 3.31)%。不同浓度维甲酸组与对照组比拟，均差异有显著统计学意义(P 0.01)；不同浓度维甲酸组组间比拟，除1 10-6mol L-1维甲酸组、1 10-5mol L-1维甲酸组外(P=0.27)，其他组均差异有显著统计学意义(P 0.01)。 5. 免疫组化法检测不同浓度维甲酸组HAECs诱导分化细胞的 Oct-4 表示出率(图 2，3)：对照组为(25.23 3.12)%，1 10-8mol L-1维甲酸组为(18.12 1.23)%，1 10-7mol L-1维甲酸组为(12

20、.65 0.52)%，1 10-6mol L-1维甲酸组为(10.02 0.28)%，1 10-5mol L-1维甲酸组为(9.65 2.03)%。不同浓度维甲酸组与对照组比拟，均差异有显著统计学意义(P 0.01)；不同浓度维甲酸组组间比拟，除1 10-6mol L-1维甲酸组、1 10-5mol L-1维甲酸组外(P=0.19)，其他组均差异有显著统计学意义(P 0.01)。 讨 论 HAECs为人体正常细胞，其能够在体外大量培养且被诱导分化为不同类型的细胞5，且HAECs还具有低免疫原性、不具致瘤性及无伦理法律问题等优点4，为治疗神经系统退行性疾病和外伤性神经损伤带来新的契机。但当前维甲

21、酸诱导HAECs 分化的研究仍不特别完善，本研究拟探寻求索不同浓度维甲酸对HAECs的诱导分化作用，进而确定其最适浓度，为HAECs在临床治疗神经系统疾病提供理论基础。 Takashima 等研究发现：新鲜分离的HAECs能够表示出 抗胰蛋白酶、CPS-I、CYP2D6、CYP3A4等肝细胞功能基因及 HNF-3 、HNF-4、C/EBP- 、HNF-1等转录因子，在参加1 10-7mol L-1地塞米松和0.1 ?mol L-1胰岛素诱导1周后，上述功能基因随诱导天数增加表示出也逐步加强。除此之外，还发现诱导后的HAECs能够合成并分泌白蛋白、储备糖原的功能，这正是肝细胞所具有的典型功能。

22、Miki等研究发现：HAECs参加10 mmol L-1尼克酰胺悬浮培养14 d后，可检测到胰岛发育、胰岛功能基因，如胰腺十二指肠同源盒(PDX1)、神经源素3(Ngn3)、同源异形盒转录因子6(PDX6)、胰岛素、胰高血糖素的表示出，且随着培养基中葡萄糖浓度的升高，胰岛素分泌也增加，证实HAECs可向胰腺样细胞分化。 Miki 等还发现：HAECs在参加1 mmol L-1抗坏血酸磷酸盐培养14 d 后，能够检测到心肌特异性基因表示出，如转录因子Nkx2.5和GATA-4及房、室肌球蛋白轻链2(MLC-2A，MLC-2V)。除此之外免疫组织化学染色检测到 -辅肌动蛋白和特异性结蛋白等肌系细胞

23、标志物，证实HAECs体外诱导下可以表现出心肌细胞的特性。 多项研究发现1316，HAECs表示出神经元特异性标记物MAP-2、神经胶质标记物GFAP和神经干细胞标志物Nestin，在碱性成纤维生长因子、神经生长因子、表皮生长因子等多种生长因子和(或)维甲酸诱导下，能够上调Nestin、MAP-2和GFAP表示出，具合成释放乙酰胆碱、儿茶酚胺、多巴胺及去甲肾上腺素等多种神经递质的功能，且能合成释放神经营养因子3、神经生长因子、脑源性神经营养因子等多种因子，证实人羊膜上皮细胞可向神经样细胞分化。 本研究采用免疫组化技术证实HAECs在维甲酸诱导下可导致Nestin、MAP-2、GFAP阳性细胞增

24、加，Oct-4阳性细胞表示出减少，促使HAECs 向神经样细胞分化；并将HAECs暴露于不同的维甲酸浓度下，根据神经样细胞的阳性比例寻求出维甲酸体外诱导HAECs向神经样细胞分化的最适浓度，结果表示清楚维甲酸最适浓度为1 10-6mol L-1。值得注意的是，在HAECs原代培养中，参加了1 10-5mol L-1维甲酸诱导后细胞胞质内出现空泡样改变，大量细胞固缩脱落，并可见部分细胞碎片，提示维甲酸具有一定毒性，过高浓度的维甲酸可导致HAECs凋亡。 体外培养HAECs内上皮细胞特异性标记物CK19表示出强阳性，证实培养细胞为上皮细胞，但部分细胞仍低表示出vimentin，表示清楚经过体外培养可能引起HAECs的去分化，可以能是羊膜组织上发生了上皮-间质转分化。总之，本研究显示HAECs可在维甲酸诱导下转化为神经样细胞，1 10-6mol L-1维甲酸为最适诱导浓度，证实HAECs具有分化为神经细胞的潜能。本研究为临床上应用细胞治疗神经系统疾病提供新思路。