第八章 动物实验基本操作方法PPT讲稿.ppt

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1、第八章 动物实验基本操作方法第1页，共49页，编辑于2022年，星期三第一节第一节 实验动物的抓取、固定、编号、标记方法实验动物的抓取、固定、编号、标记方法一、小鼠的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定第2页，共49页，编辑于2022年，星期三第3页，共49页，编辑于2022年，星期三二、大鼠的抓取与固定二、大鼠的抓取与固定抓取与固定方法同小鼠抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤但要防止被大鼠咬伤.第4页，共49页，编辑于2022年，星期三 三、豚鼠的抓取与固定三、豚鼠的抓取与固定第5页，共49页，编辑于2022年，星期三 四、家兔的抓取与固定四、家兔的抓取与固定第6页，共49页，编辑于2022

2、年，星期三第7页，共49页，编辑于2022年，星期三第8页，共49页，编辑于2022年，星期三第9页，共49页，编辑于2022年，星期三 五、犬、猫等的抓取与固定五、犬、猫等的抓取与固定 视频视频第10页，共49页，编辑于2022年，星期三 六、实验动物的编号与标记方法六、实验动物的编号与标记方法 在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。标记在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要求，现介方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要求，现介绍几种常用的标记方法。绍几种常用的标记方法。1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取

3、有色化学染料，在实染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料，在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。编号的一验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。编号的一般原则是：般原则是：“先左后右，先上后下。先左后右，先上后下。”2.耳缘剪孔耳缘剪孔法法3.烙印法烙印法4.挂牌法挂牌法第11页，共49页，编辑于2022年，星期三第二节 实验动物的麻醉方法全身麻醉全身麻醉局部麻醉局部麻醉第12页，共49页，编辑于2022年，星期三 在实施全身麻醉时，应注意以下几个问题：在实施全身麻醉时，应注意以下几个问题：猫、犬、猪或非人灵长类大动物禁食猫、犬、猪或非人灵长类大动物禁食1012h，不能少于，不

4、能少于8h。家兔。家兔或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。被手术的动物在麻醉前可或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。被手术的动物在麻醉前可给予一定量饮水。给予一定量饮水。麻醉前不能使用泻剂。因为泻剂可导致血液的碱储降低，从而增麻醉前不能使用泻剂。因为泻剂可导致血液的碱储降低，从而增加血液和组织的酸度，在麻醉和失血情况下，易发生酸中毒，并能加血液和组织的酸度，在麻醉和失血情况下，易发生酸中毒，并能降低损伤组织的抗感染能力。降低损伤组织的抗感染能力。麻醉后的动物必须保持气道的通畅和组织麻醉后的动物必须保持气道的通畅和组织(眼球、舌、肠等器官眼球、舌、肠等器官)的的营养。营养。犬做长时间实验前犬

5、做长时间实验前1h应灌肠排除积粪。应灌肠排除积粪。应检查麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具是否有破损应检查麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具是否有破损(漏气或堵塞漏气或堵塞)，有关麻醉中毒急救品和器材是否准备齐妥，以应急需。，有关麻醉中毒急救品和器材是否准备齐妥，以应急需。（一）麻醉前的准备（一）麻醉前的准备一、全身麻醉方法一、全身麻醉方法第13页，共49页，编辑于2022年，星期三 全身麻醉的常用方法主要有吸入麻醉和非吸入全身麻醉的常用方法主要有吸入麻醉和非吸入 麻醉。麻醉。1吸入麻醉吸入麻醉 吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体麻醉剂经呼吸道吸人动物体内，从而吸入麻醉是将挥发性麻

6、醉剂或气体麻醉剂经呼吸道吸人动物体内，从而产生麻醉效果的方法。吸入麻醉常用的挥发性麻醉剂有乙醚、氯仿、氟烷、产生麻醉效果的方法。吸入麻醉常用的挥发性麻醉剂有乙醚、氯仿、氟烷、甲氧氟烷等。气气麻醉剂常用氧化亚氮、环丙烷等。甲氧氟烷等。气气麻醉剂常用氧化亚氮、环丙烷等。乙醚的麻醉作用主要是抑制中枢神经系统，适用于中、小型乙醚的麻醉作用主要是抑制中枢神经系统，适用于中、小型实验动物全身麻醉。先将浸润了乙醚的棉球实验动物全身麻醉。先将浸润了乙醚的棉球(或海绵或海绵)放入小烧杯，放入小烧杯，再将小烧杯放入相应大小密封的麻醉盒内再将小烧杯放入相应大小密封的麻醉盒内(可用大烧杯代替可用大烧杯代替)，再，再将

7、动物放入，通过透明的麻醉盒观察动物的行为。开始时，动物将动物放入，通过透明的麻醉盒观察动物的行为。开始时，动物出现兴奋，进而出现抑制，自行倒下，呼吸由快变慢，当角膜反出现兴奋，进而出现抑制，自行倒下，呼吸由快变慢，当角膜反射迟钝，肌张力下降，即可取出动物。实验过程中，应注意动物射迟钝，肌张力下降，即可取出动物。实验过程中，应注意动物的反应，适时追加乙醚吸人量，维持其麻醉深度和时间。的反应，适时追加乙醚吸人量，维持其麻醉深度和时间。（二）麻醉的方法（二）麻醉的方法第14页，共49页，编辑于2022年，星期三 2非吸入非吸入 麻醉麻醉 非吸人麻醉的给药常用注射方法，如静脉注射、肌内注射、皮下非吸人

8、麻醉的给药常用注射方法，如静脉注射、肌内注射、皮下注射、腹腔内注射等。常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基注射、腹腔内注射等。常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。甲酸乙酯等。戊巴比妥钠是常用的一种动物麻醉剂，白色粉末，安全范围大，毒性戊巴比妥钠是常用的一种动物麻醉剂，白色粉末，安全范围大，毒性小，麻醉潜伏期短，维持时间较长。一般用生理盐水配制。大鼠、小鼠小，麻醉潜伏期短，维持时间较长。一般用生理盐水配制。大鼠、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射；犬、猫、兔等动物既可腹腔注射，又可静脉注和豚鼠常采用腹腔注射；犬、猫、兔等动物既可腹腔注射，又可静脉注射。操作时，一般先推入麻醉药总量的射。

9、操作时，一般先推入麻醉药总量的23，密切观察动物生命体征的，密切观察动物生命体征的变化，若已达到所需麻醉的深度，余下的麻醉药则不用。以避免麻醉过变化，若已达到所需麻醉的深度，余下的麻醉药则不用。以避免麻醉过深抑制延髓呼吸中枢导致动物死亡。在实验过程中，若动物出现苏醒行深抑制延髓呼吸中枢导致动物死亡。在实验过程中，若动物出现苏醒行为时，可追加麻醉药，或吸入乙醚辅助麻醉。为时，可追加麻醉药，或吸入乙醚辅助麻醉。第15页，共49页，编辑于2022年，星期三 常用实验动物全身麻醉药用法及剂量常用实验动物全身麻醉药用法及剂量药品药品 动物动物给药给药途径途径 剂量剂量（mg/kg）浓度浓度(%)用药量用

10、药量(mL/kg)麻醉时间麻醉时间戊巴比妥钠戊巴比妥钠 氨基甲酸乙酯氨基甲酸乙酯（乌拉坦（乌拉坦）硫喷妥钠硫喷妥钠 氯仿氯仿乙醚乙醚 犬、猫、兔犬、猫、兔豚鼠豚鼠大鼠、小鼠大鼠、小鼠犬、猫、兔犬、猫、兔豚鼠豚鼠大鼠、小鼠大鼠、小鼠犬、猫、兔犬、猫、兔大鼠大鼠各种动物各种动物ivipipIpip、ivImimiv、ipiv、ip吸入吸入3040504050457501000135013502550501003322252020211.01.41.72.02.52.3347.07.01.3255.010.0 24h24h1530min第16页，共49页，编辑于2022年，星期三二、局部麻醉方法二、

11、局部麻醉方法局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及神经干滞麻醉以及神经干(丛丛)阻滞麻醉等。阻滞麻醉等。1表面麻醉表面麻醉：利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞浅：利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞浅表的神经末梢。常用麻醉药为利多卡因等。眼部用药点滴，鼻内用药表的神经末梢。常用麻醉药为利多卡因等。眼部用药点滴，鼻内用药涂敷，咽喉气管用药喷雾，尿道灌注给药。涂敷，咽喉气管用药喷雾，尿道灌注给药。2区域阻滞麻醉区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心性：在手术区四周和底部注射麻

12、醉药阻断疼痛的向心性传导。常用药为普鲁卡因。传导。常用药为普鲁卡因。3神经干神经干(丛丛)阻滞麻醉阻滞麻醉：在神经干：在神经干(丛丛)的周围注射麻醉药，阻滞其的周围注射麻醉药，阻滞其传导，使其支配的区域无疼痛。常用药为利多卡因。传导，使其支配的区域无疼痛。常用药为利多卡因。4局部浸润麻醉局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组织中的神：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。经末梢。常用药为普鲁卡因。5椎管内麻醉椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导，使其支：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导，使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物配的区域无

13、疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊等如猪、马、牛、羊等)，常用药，常用药为普鲁卡因、可卡因等。为普鲁卡因、可卡因等。第17页，共49页，编辑于2022年，星期三三、动物麻醉的注意事项三、动物麻醉的注意事项1有有些些麻麻醉醉药药物物，如如乙乙醚醚，是是挥挥发发性性很很强强的的液液体体，易易燃燃易易爆爆，使使用用时时应应远远离离火火源源。平平时时应应装装在在棕棕色色玻玻璃璃瓶瓶中中，储储存存阴阴凉凉处处，不不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。2所所有有麻麻醉醉药药使使用用过过量量均均可可引引起起中中毒毒，应应特特别别注注意意各各种种麻麻醉醉药药的的剂

14、剂量量和和给给药药途途径径，应应准准确确按按体体重重计计算算麻麻醉醉剂剂量量。由由于于动动物物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。3注注射射时时，一一般般要要求求缓缓慢慢，并并随随时时观观察察动动物物的的肌肌张张力力、角角膜膜反反射射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。呼吸频率、夹痛反射射等指标。4动物麻醉后，体温下降，要注意保温。动物麻醉后，体温下降，要注意保温。5万万一一麻麻醉醉过过量量，应应根根据据不不同同情情况况，积积极极采采取取措措施施，如如施施行行人人工工呼呼吸吸，给给予予苏苏醒醒剂剂，或或注注射射强强心心剂剂、咖咖啡啡因因、肾肾上上腺

15、腺素素、可拉明，也可静脉注射可拉明，也可静脉注射5温热葡萄糖溶液。温热葡萄糖溶液。第18页，共49页，编辑于2022年，星期三第三节 实验动物被毛的去除方法一、剪毛法一、剪毛法 二、拔毛法二、拔毛法 三、剃毛法三、剃毛法 四、脱毛法四、脱毛法第19页，共49页，编辑于2022年，星期三第20页，共49页，编辑于2022年，星期三第四节实验动物的给药途径和方法*经口给药经口给药*注射给药注射给药*其他途径给药（呼吸道、其他途径给药（呼吸道、皮肤、直肠等）皮肤、直肠等）第21页，共49页，编辑于2022年，星期三一、经口给药一、经口给药分为口服法、喂服法、灌胃法。下面主要介绍灌胃法。分为口服法、喂

16、服法、灌胃法。下面主要介绍灌胃法。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内，此法剂量灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内，此法剂量准确，但每天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械准确，但每天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械性损伤和心理上的影响，要减少这些不良影响，必须熟练掌握灌胃性损伤和心理上的影响，要减少这些不良影响，必须熟练掌握灌胃技术。技术。操作前，用灌胃针或灌胃管大致测一下从口腔至胃内的位置操作前，用灌胃针或灌胃管大致测一下从口腔至胃内的位置(最后一根最后一根肋骨后肋骨后)的长度，根据此距离估计灌胃针的长度，根据此距离估计灌胃针(或灌胃管或灌胃管

17、)插入的深度。成年插入的深度。成年动物插入的深度一般是：动物插入的深度一般是：小鼠小鼠3cm，大鼠或豚鼠，大鼠或豚鼠5cm，兔约兔约15cm，犬约，犬约20cm。第22页，共49页，编辑于2022年，星期三 大鼠、小鼠的灌胃法大鼠、小鼠的灌胃法用左手固定鼠，右手持灌胃器用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好灌胃安好灌胃针并已吸好药物针并已吸好药物)，将灌胃针从鼠的嘴角，将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如动物将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如动物

18、挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入，灌胃针前端达到膈肌水平，即重新插入，灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。如不通畅，且动物挣扎厉害，须入胃内。如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。常用灌胃量：小鼠：拔出重新操作。常用灌胃量：小鼠：0.21ml,大鼠大鼠14ml，豚鼠，豚鼠15ml。第23页，共49页，编辑于2022年，星期三第24页，共49页，编辑于2022年，星期三 犬、兔和猫的灌胃法犬、兔和猫的灌胃法 先将动物固定，再将开口器固定于动物口中，压住舌头，然后先将动物固

19、定，再将开口器固定于动物口中，压住舌头，然后将灌胃管将灌胃管(常用导尿管代替常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，再沿从开口器的小孔插入动物口中，再沿上腭壁顺食管方向送入胃内，插入动作要轻、慢，边插边密切注上腭壁顺食管方向送入胃内，插入动作要轻、慢，边插边密切注意动物的反应。事先将灌胃管在水或生理盐水中泡一下，这样容意动物的反应。事先将灌胃管在水或生理盐水中泡一下，这样容易插入而不损伤食管。将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，易插入而不损伤食管。将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重新、插，插好后将注射器连于则说明灌胃管误入气管，需拔出重新、插，插好后将注

20、射器连于灌胃管慢慢将药液推入。在正式推药之前，亦可先用温水试灌一灌胃管慢慢将药液推入。在正式推药之前，亦可先用温水试灌一次，如果水不从嘴角流出，灌注很通畅，动物不挣扎，则说明进次，如果水不从嘴角流出，灌注很通畅，动物不挣扎，则说明进入胃内，为避免灌胃管内残留药液，需再注入入胃内，为避免灌胃管内残留药液，需再注入5mL生理盐水，然生理盐水，然后拔出胃管，取下开口器。常用灌胃量：豚鼠后拔出胃管，取下开口器。常用灌胃量：豚鼠15mL，兔，兔80150mL，犬，犬200500mI。第25页，共49页，编辑于2022年，星期三第26页，共49页，编辑于2022年，星期三二、注射给药二、注射给药 （一）皮

21、内注射（一）皮内注射 局部去除被毛，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，局部去除被毛，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后再向上挑起再稍刺入，即可注射药物，注射时会感到有很大然后再向上挑起再稍刺入，即可注射药物，注射时会感到有很大阻力。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小丘，停留片刻再拔出针阻力。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小丘，停留片刻再拔出针头，以免药液漏出。头，以免药液漏出。(二二)皮下注射皮下注射 注射时，用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，注射时，用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，将注射针刺

22、入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。皮下注射部位：小鼠选颈背部皮肤；大鼠选背部或侧下腹部；豚皮下注射部位：小鼠选颈背部皮肤；大鼠选背部或侧下腹部；豚鼠选大腿内侧、背部或肩部皮下脂肪少的部位；兔选背部或耳根部；鼠选大腿内侧、背部或肩部皮下脂肪少的部位；兔选背部或耳根部；猫、犬选大腿外侧。猫、犬选大腿外侧。第27页，共49页，编辑于2022年，星期三第28页，共49页，编辑于2022年，星期三 （三）肌肉注射（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射

23、不溶于肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。动物肌水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如兔、猫、肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。犬、猴的两侧臀部或股部。（四）腹腔注射（四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。右手大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部

24、朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针乎平行地刺入皮下，进针35mm，再使针头与皮肤呈，再使针头与皮肤呈45角斜穿过腹肌，角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为0.10.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：体重。大鼠一次注射量为：12ml/100g体重。兔的注射部体重。兔的注射部位在腹部近腹白线位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边处，犬在脐后腹白线侧边12cm处

25、。处。第29页，共49页，编辑于2022年，星期三第30页，共49页，编辑于2022年，星期三 (五五)静脉注射静脉注射 大、小鼠静脉注射大、小鼠静脉注射 常用常用尾静脉尾静脉注射。注射。大、小鼠尾静脉共有大、小鼠尾静脉共有3根根(左、中、右左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前，先把，一般常选用两侧的静脉。注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，拔，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于4550的温水中浸泡几分钟或用的温水中浸泡几分钟或用75酒精棉球酒精棉球反复擦

26、拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。开始注药时宜少量且反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已进入静脉，同时可见静脉血液被注射进缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。去的药液向前推进。如出现白色皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射如出现白色皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末完，取一棉球或纱布用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始，另外，左右两根血管可交换选

27、择使用。端开始，另外，左右两根血管可交换选择使用。第31页，共49页，编辑于2022年，星期三 兔的静脉注射兔的静脉注射 一般采用外耳缘静脉。一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，给兔注射前，先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用用75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手食指和中指的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，环指及小指垫在下面，夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，放松对右手持注射器，尽量从静脉的远心端刺

28、入血管，回一下血，放松对耳根处血管的压迫，移动拇指于针头上以固定，放松示、中指，将耳根处血管的压迫，移动拇指于针头上以固定，放松示、中指，将药液注入。注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分药液注入。注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。如需反复注射，应尽量从耳的末端开始。钟。如需反复注射，应尽量从耳的末端开始。第32页，共49页，编辑于2022年，星期三豚鼠的静脉注射豚鼠的静脉注射 一般采用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉或者浅一般采用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉或者浅背侧足中静脉注射，此外豚鼠的耳缘静脉也可注射。豚鼠的静脉管壁背侧足中静脉注射，此外豚鼠的耳缘静脉也可注射。

29、豚鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别小心。较脆，注射时应特别小心。犬的静脉注射犬的静脉注射 犬的静脉注射多采用前肢犬的静脉注射多采用前肢皮下头静脉或后肢小隐静皮下头静脉或后肢小隐静脉。注射部位剪毛后，用脉。注射部位剪毛后，用碘酒和酒精消毒皮肤，在碘酒和酒精消毒皮肤，在静脉血管的近心端用橡皮静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头静脉的远心端将注射针头平行刺入，如有回血，即平行刺入，如有回血，即可松开橡皮带，将药缓缓可松开橡皮带，将药缓缓地注入。地注入。第33页，共49页，编辑于2022年，星期三三、其他途径给药三、其他途径给药呼呼吸吸道道给给药药 呈

30、呈粉粉尘尘、气气体体等等状状态态的的药药物物，均均需需要要通通过过呼呼吸吸道道给给药药。如如给给动动物物乙乙醚醚作作吸吸入入麻麻醉醉，用用锯锯末末烟烟雾雾制制作作慢慢性性支支气气管管炎炎动动物物模型等。模型等。皮皮肤肤给给药药 常常用用于于鉴鉴定定药药物物或或毒毒物物经经皮皮肤肤的的吸吸收收作作用用、致致敏敏作作用用等等。对对兔兔和和豚豚鼠鼠，常常采采用用背背部部一一定定面面积积的的皮皮肤肤脱脱毛毛后后，将将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。直直肠肠给给药药 常常用用于于动动物物麻麻醉醉。兔兔直直肠肠内内给给药药时时，常常采采用用灌灌肠肠用用的胶皮管或

31、的胶皮管或114号导尿管进行给药。号导尿管进行给药。脑脑内内给给药药 常常用用于于微微生生物物动动物物实实验验，将将病病原原体体等等接接种种于于被被检检动物脑内。动物脑内。第34页，共49页，编辑于2022年，星期三四、实验动物用药量的确定四、实验动物用药量的确定先用小鼠粗略的探索出中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒剂先用小鼠粗略的探索出中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取11015。植物药粗制剂的剂量多按生药折算。植物药粗制剂的剂量多按生药折算。化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作

32、用都化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似药物的剂量。相似药物的剂量。确定剂量后，动物也没有中毒的表现（如体重下降、精神不振、确定剂量后，动物也没有中毒的表现（如体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。作用也明显，则应降低剂量再次实验。用大动物实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的用大动物实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的11512，以后，以后可根据反应调整。可根据反应调整。确定动物给药剂量时，要考虑动物的年龄和体质状况。确定动物给药剂

33、量时，要考虑动物的年龄和体质状况。确定动物给药剂量时，要考虑给药途径不同，所用剂量也不同。确定动物给药剂量时，要考虑给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为以口服量为100时，灌肠量应为时，灌肠量应为100200，皮下注射量为，皮下注射量为3050，肌肉注射量为肌肉注射量为2530，静脉注射量为，静脉注射量为25。第35页，共49页，编辑于2022年，星期三第五节 实验动物的采血方法一、大、小鼠的采血方法一、大、小鼠的采血方法 （一）尾部采血（一）尾部采血1剪尾采血剪尾采血 需血量少时常采用本法。用手轻揉，或侵需血量少时常采用本法。用手轻揉，或侵入入45水中数分钟，也可用二甲苯涂擦鼠尾，使尾部

34、水中数分钟，也可用二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈。消毒后，用无菌纱布擦干，将尾尖剪去血管充盈。消毒后，用无菌纱布擦干，将尾尖剪去约约5mm，从尾根向尾尖推挤，即可收集到少量血液。，从尾根向尾尖推挤，即可收集到少量血液。用此法每只鼠一般可采血用此法每只鼠一般可采血10余次。小鼠每次可采血余次。小鼠每次可采血0.1ml，大鼠约，大鼠约0.4ml。2切割尾动脉或尾静脉切割尾动脉或尾静脉 用锋利刀在尾静脉或尾动脉切开一用锋利刀在尾静脉或尾动脉切开一小口，血液自行流下，几条血管可从鼠尾交替切割。此小口，血液自行流下，几条血管可从鼠尾交替切割。此法主要适应于大鼠。法主要适应于大鼠。3尾静脉穿刺尾静脉穿刺

35、方法同大、小鼠的尾静脉注射给药。此法方法同大、小鼠的尾静脉注射给药。此法主要适应于大鼠。主要适应于大鼠。第36页，共49页，编辑于2022年，星期三（二）眼眶后静脉丛采血（二）眼眶后静脉丛采血 用用710cm长的玻璃取血管，将其尖端折断，使其锋利。将取血管长的玻璃取血管，将其尖端折断，使其锋利。将取血管浸入浸入1%的肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指及食指抓住鼠的肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指及食指抓住鼠耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。右手持取血管，将其尖端眼球充

36、分外突，提示眼眶后静脉丛充血。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间（如图所示），轻轻向眼底方向刺入，小鼠插入内眼角与眼球之间（如图所示），轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入刺入23mm深，大鼠刺入深，大鼠刺入45mm深，当感到有阻力时即停止刺入，深，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。采血结束后，拔出取血管，放采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。亦可同松左手，出血即停止。亦可同时用消毒纱布轻压眼部片刻，时用消毒纱布轻压眼部片刻，同一动物可反复交替穿刺双眼同一动物可反复交替穿刺双眼多次。小鼠一次可采血多次。小

37、鼠一次可采血0.20.3ml，大鼠一次可采血，大鼠一次可采血0.51.0ml。第37页，共49页，编辑于2022年，星期三 (三三)心脏采血心脏采血穿刺法穿刺法 麻醉，固定，消毒皮肤。在左胸麻醉，固定，消毒皮肤。在左胸34肋间用左手食指摸到心搏最强处，肋间用左手食指摸到心搏最强处，右手持注射器垂直胸壁由此进针，插入心脏，心脏采血时，动作要迅速，缩短留针时右手持注射器垂直胸壁由此进针，插入心脏，心脏采血时，动作要迅速，缩短留针时间，以防止血液凝固。间，以防止血液凝固。开胸法开胸法 打开胸腔，直接从见到的心脏内抽血。亦可剪破心脏，直接用注射器或吸管吸血。打开胸腔，直接从见到的心脏内抽血。亦可剪破心

38、脏，直接用注射器或吸管吸血。（四）大血管采血（四）大血管采血 把麻醉的动物固定好，分离暴露颈静脉、颈动脉或股动脉、股静脉，用注射器穿刺把麻醉的动物固定好，分离暴露颈静脉、颈动脉或股动脉、股静脉，用注射器穿刺抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。（五）摘除眼球采血（五）摘除眼球采血 此法常用于鼠类大量采血。采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手此法常用于鼠类大量采血。采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用眼科弯镊迅速夹住眼球根部，将眼球摘除，将动物头朝下，提起动物，血液很快从眼眶内流用眼科弯镊迅速夹住眼球根部，将眼球摘除，将

39、动物头朝下，提起动物，血液很快从眼眶内流入已准备好的容器中。此法一般只适用于一次性采血。入已准备好的容器中。此法一般只适用于一次性采血。（六）断头采血（六）断头采血 用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头颈朝下，提起动物，血液可流人已准备好的用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头颈朝下，提起动物，血液可流人已准备好的容积中。容积中。第38页，共49页，编辑于2022年，星期三 耳缘剪口采血耳缘剪口采血 消毒耳缘后，用刀片或剪刀割（剪）破耳缘，在切口边缘涂上消毒耳缘后，用刀片或剪刀割（剪）破耳缘，在切口边缘涂上20的柠檬酸钠溶液，防止血液凝固，则血可自切口处流出。的柠檬酸钠溶液，防止血液凝固，则血可

40、自切口处流出。此法每次可采血此法每次可采血0.5ml左右。左右。足背正中静脉采血足背正中静脉采血 固定豚鼠，将其左肢或右肢膝关节伸直，足背消毒，找出足背固定豚鼠，将其左肢或右肢膝关节伸直，足背消毒，找出足背正中静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射器刺正中静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射器刺入静脉，拔针后立即出血。入静脉，拔针后立即出血。心脏采血心脏采血 同大、小鼠的心脏采血（穿刺法及开胸法）。同大、小鼠的心脏采血（穿刺法及开胸法）。二、豚鼠的采血方法二、豚鼠的采血方法第39页，共49页，编辑于2022年，星期三三、家兔的采血方法三、家兔的采血方法 耳缘静脉采血耳缘静脉采

41、血 具具体体方方法法同同兔兔耳耳缘缘静静脉脉注注射射。本本方方法法为为兔兔最最常常用用的的采采血血方方法法一次可采血血一次可采血血510ml，可多次重复使用。，可多次重复使用。耳中央动脉采血耳中央动脉采血 在在兔兔耳耳中中央央有有一一条条较较粗粗的的，颜颜色色较较鲜鲜红红的的中中央央动动脉脉，由由于于兔兔耳耳中中央央动动脉脉容容易易痉痉挛挛，故故抽抽血血前前必必须须让让兔兔耳耳充充分分充充血血，采采血血动动作作要要迅迅速速，采采血血后后应应立立即即压压迫迫止止血血，此此法法一一次次可可采采血血1015ml。心脏采血心脏采血 具具体体方方法法与与大大鼠鼠、小小鼠鼠的的心心脏脏采采血血方方法法类类

42、似似，经经左左侧侧34肋肋间间垂垂直胸壁穿刺，约直胸壁穿刺，约3cm即可。经即可。经67天后，可重复心脏采血。天后，可重复心脏采血。第40页，共49页，编辑于2022年，星期三 1前肢背侧皮下头静脉采血前肢背侧皮下头静脉采血 前肢背侧皮下头静脉位于前肢背侧，固定犬后，用橡皮管结扎使静脉怒张。前肢背侧皮下头静脉位于前肢背侧，固定犬后，用橡皮管结扎使静脉怒张。操作者位于犬的前面，注射器针头由前肢的上操作者位于犬的前面，注射器针头由前肢的上l3处刺入静脉，直接抽处刺入静脉，直接抽取血液，抽时速度要稍慢。取血液，抽时速度要稍慢。2后肢外侧小隐静脉采血后肢外侧小隐静脉采血 后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下

43、后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下13的外侧浅表皮下。的外侧浅表皮下。3颈静脉采血颈静脉采血 将犬麻醉后固定，取侧卧位，剪去颈部被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。将犬颈部拉直，头将犬麻醉后固定，取侧卧位，剪去颈部被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。将犬颈部拉直，头尽量后仰。用左手拇指压住颈静脉入胸部的皮肤，使颈静脉怒张。注射器针头沿血管平尽量后仰。用左手拇指压住颈静脉入胸部的皮肤，使颈静脉怒张。注射器针头沿血管平行方向向心端刺入血管。采血后注意止血，这种方法可取较多量的血。行方向向心端刺入血管。采血后注意止血，这种方法可取较多量的血。4股动脉采血股动脉采血 本法为采取动脉血最常用的方法。将犬卧位固定于解剖台上。

44、伸展后肢，暴露腹股沟本法为采取动脉血最常用的方法。将犬卧位固定于解剖台上。伸展后肢，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，针头刺入动脉后可见血液流入注射器，抽血完毕，迅速拔出注射器，用干好血管，针头刺入动脉后可见血液流入注射器，抽血完毕，迅速拔出注射器，用干药棉压迫止血药棉压迫止血23min。四、犬的采血方法四、犬的采血方法第41页，共49页，编辑于2022年，星期三第六节第六节实验动物常用手术方法实验动物常用手术方法 一、手术基本操作一、手术基本操作 术前准备、切口、分

45、离、止血、缝合等。术前准备、切口、分离、止血、缝合等。二、颈部手术二、颈部手术 其目的在于暴露气管、血管并作相应的插管以及分离神经等。颈其目的在于暴露气管、血管并作相应的插管以及分离神经等。颈部手术包括气管分离术和插管术、颈总动脉分离术和插管术、颈外部手术包括气管分离术和插管术、颈总动脉分离术和插管术、颈外静脉分离术和插管术、颈部迷走、交感、减压神经的分离术等。静脉分离术和插管术、颈部迷走、交感、减压神经的分离术等。三、股部手术三、股部手术 包括股动脉、股静脉的分离及插管术、股神经的分离术、股部坐骨神包括股动脉、股静脉的分离及插管术、股神经的分离术、股部坐骨神经分离术等。经分离术等。四、其他手

46、术四、其他手术 输尿管插管术、动物脏器摘除术等。输尿管插管术、动物脏器摘除术等。第42页，共49页，编辑于2022年，星期三第43页，共49页，编辑于2022年，星期三第44页，共49页，编辑于2022年，星期三第45页，共49页，编辑于2022年，星期三第46页，共49页，编辑于2022年，星期三第47页，共49页，编辑于2022年，星期三第48页，共49页，编辑于2022年，星期三第七节第七节 实验动物的处死方法实验动物的处死方法 一、颈椎脱臼法一、颈椎脱臼法 二、空气栓塞法二、空气栓塞法 三、急性大失血法三、急性大失血法 四、过量麻醉法四、过量麻醉法 五、五、CO2吸入法吸入法 六、击打法六、击打法 七、化学药物致死法七、化学药物致死法 八、断头法八、断头法第49页，共49页，编辑于2022年，星期三